Таргетная жидкостная биопсия посредством «обогащенной» полимеразной цепной реакции и анализа плавления ДНК

Цель исследования – оценка возможности применения высокочувствительного метода «обогащенной» полимеразной цепной реакции c последующим анализом плавления ДНК (DNA melting analysis) (ПЦР-DMA) для таргетной жидкостной биопсии у онкологических больных.

Материалы и методы. Метод ПЦР-DMA использовали для мутационного сканирования онкогена KRAS (кодоны 12 и 13) в опухолевой ткани и в плазме крови 20 больных колоректальным раком.

Результаты. Активированный онкоген обнаружен у 16 больных в самой опухоли и у 5 из них – в плазме крови (подтверждено секвенированием). В опухоли и плазме крови еще 2 больных при «обогащенной» ПЦР-DMA выявлено присутствие мутантных аллелей, но в крайне низкой концентрации, не позволявшей их идентифицировать методом Сэнгера. Таким образом, таргетная жидкостная биопсия в предлагаемом варианте оказалась успешной у 7 (~35 %) из 20 исследованных больных. С учетом того факта, что анализ плазмы крови пациентов проводили после многократных лечебных процедур, вызывающих массовую гибель опухолевых клеток, реальная эффективность данного метода может оказаться существенно выше.

1. Adalsteinsson V.A., Ha G., Freeman S.S. et al. Scalable whole-exome sequencing of cell-free DNA reveals high concordance with metastatic tumors. Nat Commun 2017;8(1):1324. DOI: 10.1038/s41467-017-00965-y. PMID: 29109393.

2. Chaudhuri A.A., Chabon J.J., Lovejoy A.F. et al. Early detection of molecular residual disease in localized lung cancer by circulating tumor DNA profiling. Cancer Discov 2017;7(12):1394–403. DOI: 10.1158/2159-8290.CD-17-0716. PMID: 28899864.

3. Comino-Mendez I., Turner N. Predicting relapse with circulating tumor DNA analysis in lung cancer. Cancer Discov 2017;7(12):1368–70. DOI: 10.1158/2159-8290.CD-17-1086. PMID: 29208774.

4. Goodall J., Mateo J., Yuan W. et al. Circulating cell-free DNA to guide prostate cancer treatment with PARP inhibition. Cancer Discov 2017;7(9):1006–17. DOI: 10.1158/2159-8290.CD-17-0261. PMID: 28450425.

5. Kato S., Krishnamurthy N., Banks K.C. et al. Utility of genomic analysis in circulating tumor DNA from patients with carcinoma of unknown primary. Cancer Res 2017;77(16):4238–46. DOI: 10.1158/0008-5472.CAN-17-0628. PMID: 28642281.

6. Kis O., Kaedbey R., Chow S. et al. Circulating tumour DNA sequence analysis as an alternative to multiple myeloma bone marrow aspirates. Nat Commun 2017;8:15086. DOI: 10.1038/ncomms15086. PMID: 28492226.

7. Quigley D., Alumkal J.J., Wyatt A.W. et al. Analysis of circulating cell-free DNA identifies multiclonal heterogeneity of BRCA2 reversion mutations associated with resistance to PARP inhibitors. Cancer Discov 2017;7:999–1005. DOI: 10.1158/2159-8290.CD-17-0146. PMID: 28450426.

8. Wan J.C.M., Massie C., Garcia-Corbacho J. et al. Liquid biopsies come of age: towards implementation of circulating tumour DNA. Nat Rev Cancer 2017;17(4):223–38. DOI: 10.1038/nrc.2017.7. PMID: 28233803.

9. Tie J., Wang Y., Tomasetti C. et al. Circulating tumor DNA analysis detects minimal residual disease and predicts recurrence in patients with stage II colon cancer. Sci Transl Med 2016;8(346):346ra92. DOI: 10.1126/scitranslmed.aaf6219. PMID: 27384348.

10. Narayan A., Carriero N.J., Gettinger S.N. et al. Ultrasensitive measurement of hotspot mutations in tumor DNA in blood using error-suppressed multiplexed deep sequencing. Cancer Res 2012;72(14):3492–8. DOI: 10.1158/0008-5472.CAN-11-4037. PMID: 22581825.

11. Ponomaryova A.A., Cherdyntseva N.V., Bondar A.A. et al. Dynamics of line-1 retrotransposon methylation levels in circulating DNA from lung cancer patients undergoing antitumor therapy. Mol Biol(Mosk) 2017;51(4):622–8. DOI: 10.7868/S0026898417040140. PMID: 28900080.

12. Garcia-Fernandez N., Macher H.C., Rubio A. et al. Detection of p53 mutations in circulating DNA of transplanted hepatocellular carcinoma patients as a biomarker of tumor recurrence. Adv Exp Med Biol 2016;924:25–8. DOI: 10.1007/978-3-319-42044-8_5. PMID: 27753013.

13. Gonzalez-Cao M., Mayo-de-LasCasas C., Molina-Vila M.A. et al. BRAF mutation analysis in circulating free tumor DNA of melanoma patients treated with BRAF inhibitors. Melanoma Res 2015;25(6):486–95. DOI: 10.1097/CMR.0000000000000187. PMID: 26366702.

14. Karachaliou N., Mayo-de las Casas C., Queralt C. et al. Association of EGFR L858R mutation in circulating free DNA with survival in the EURTAC trial. JAMA Oncol 2015;1(2):149–57. DOI: 10.1001/jamaoncol.2014.257. PMID: 26181014.

15. Thierry A.R., Mouliere F., El Messaoudi S. et al. Clinical validation of the detection of KRAS and BRAF mutations from circulating tumor DNA. Nat Med 2014;20(4):430–5. DOI: 10.1038/nm.3511. PMID: 24658074.

16. Thierry A.R. A targeted Q-PCR-based method for point mutation testing by analyzing circulating DNA for cancer management care. Methods Mol Biol 2016;1392:1–16. DOI: 10.1007/978-1-4939-3360-0_1. PMID: 26843041.

17. Xu R.H., Wei W., Krawczyk M. et al. Circulating tumour DNA methylation markers for diagnosis and prognosis of hepatocellular carcinoma. Nat Mater 2017;16(11):1155–61. DOI: 10.1038/nmat4997. PMID: 29035356.

18. Bryzgunova O.E., Laktionov P.P. Current methods of extracellular DNA methylation analysis. Mol Biol (Mosk) 2017;51(2): 195–214. DOI: 10.7868/S0026898417010074. PMID: 28537228.

19. Huang Q., Liu Z., Liao Y. et al. Multiplex fluorescence melting curve analysis for mutation detection with dual-labeled, selfquenched probes. PLoS One 2011;6(4):e19206. DOI: 10.1371/journal.pone.0019206. PMID: 21552536.

20. Ботезату И.В., Панчук И.О., Строганова А.М. и др. Высокочувстви- тельное сканирование генных мутаций: зонды TaqMan как блокирующие аген- ты. Успехи молекулярной онкологии 2016;3(2):42–9. [Botezatu I.V., Panchuk I.O., Stroganova A.M. et al. Highly sensitive scanning of gene mutations: TaqMan probes as blocking agents. Uspekhi molekulyarnoy onkologii = Advances in Molecular Oncology 2016;3(2):42–9. (In Russ.)].

21. Botezatu I.V., Panchuk I.O., Stroganova A.M. et al. TaqMan probes as blocking agents for enriched PCR amplification and DNA melting analysis of mutant genes. Biotechniques 2017;62(2):62–8. DOI: 10.2144/000114515. PMID: 28193149.

22. Prior I.A., Lewis P.D., Mattos C. A comprehensive survey of Ras mutations in cancer. Cancer Res 2012;72:2457–67. DOI: 10.1158/0008-5472.CAN-11-2612. PMID: 22589270.

23. Mazurenko N.N., Gagarin I.M., Tsyganova I.V. et al. The frequency and spectrum of KRAS mutations in metastatic colorectal cancer. Vopr Onkol 2013;59(6):751–5. PMID: 24624786.

24. Mouliere F., El Messaoudi S., Gongora C. et al. Circulating cell-free DNA from colorectal cancer patients may reveal high KRAS or BRAF mutation load. Transl Oncol 2013;6(3):319–28. PMID: 23730412.

25. Mouliere F., El Messaoudi S., Pang D. et al. Multi-marker analysis of circulating cell-free DNA toward personalized medicine for colorectal cancer. Mol Oncol 2014;8(5):927–41. DOI: 10.1016/j.molonc.2014.02.005. PMID: 24698732.

26. El Messaoudi S., Mouliere F., Du M.S. et al. Circulating DNA as a strong multimarker prognostic tool for metastatic colorectal cancer patient management care. Clin Cancer Res 2016;22(12):3067–77. DOI: 10.1158/1078-0432.CCR-15-0297. PMID: 26847055.

27. Schutz E., von Ahsen N. Spreadsheet software for thermodynamic melting point prediction of oligonucleotide hybridization with and without mismatches. Biotechniques 1999;27(6):1218–22, 1224. PMID: 10631501.

28. Botezatu I.V., Nechaeva I.O., Stroganova A.M. et al. Asymmetric real-time PCR and multiplex melting curve analysis with TaqMan probes for detecting PIK3CA mutations. Data Brief 2015;5:913–7. DOI: 10.1016/j.dib.2015.10.046. PMID: 26702420.

29. Montgomery J.L., Rejali N., Wittwer C.T. The influence of nucleotide sequence and temperature on the activity of thermostable DNA polymerases. J Mol Diagn 2014;16(3):305–13. DOI: 10.1016/j.jmoldx.2014.01.006. PMID: 24607271.

30. Capon D.J., Seeburg P.H., McGrath J.P. et al. Activation of Ki-ras2 gene in human colon and lung carcinomas by two different point mutations. Nature 1983;304(5926):507–13. PMID: 6308467.