ЭКСПРЕССИЯ ВИМЕНТИНА В КУЛЬТУРАХ КЛЕТОК ЭПИТЕЛИАЛЬНЫХ ОПУХОЛЕЙ ЧЕЛОВЕКА

Введение. Клеточные культуры, используемые в качестве модельных при исследовании опухолей эпителиального происхождения, получают не только из сóлидных новообразований, но и из экстрацеллюлярных жидкостей. Известно, что диссеминация рака яичников по брюшине и дальнейший рост опухолевых клеток в асцитической жидкости сопровождаются активацией в них эпителиально-мезенхимального перехода и, следовательно, клеточные культуры, полученные из экстрацеллюлярных жидкостей, могут иметь молекулярный фенотип, отличный от первичного новообразования. Цель исследования – оценка «сохранности» эпителиального фенотипа клеточных линий рака молочной железы и яичников.

Материалы и методы. В работе использованы клеточные линии, полученные из плевральной жидкости (MCF-7, T-47D), молозива (HBL-100), сóлидного опухолевого узла (BT-474, HCC1937) больных раком молочной железы и асцитической жидкости (SCOV-3) больной раком яичников. Экспрессию цитокератинов и виментина оценивали с помощью количественного иммунофлуоресцентного метода, ассоциированного с проточной цитофлуориметрией.

Результаты. Высокий уровень виментина в клетках, полученных из экстрацеллюлярных жидкостей, сохранялся (линия HBL-100), умеренно снижался (клетки SCOV-3) и даже утрачивался (клетки MCF-7 и T-47D). Клетки линии HCC1937, полученные из сóлидного узла с ожидаемо низкой экспрессией виментина, при росте в культуре приобрели молекулярный фенотип с высоким уровнем экспрессии этого мезенхимального маркера. В клетках рака молочной железы BT-474, полученных из сóлидного новообразования, по показателю экспрессии виментина обнаружено сохранение эпителиального фенотипа при росте in vitro.

Заключение. Оценка параметров экспрессии de novo мезенхимального белка виментина показала, что фенотип опухоли в организме не всегда реализуется в клетках, адаптированных к росту в культуре, и не всегда является «строго» эпителиальным, что необходимо учитывать при разного рода молекулярных исследованиях эпителиальных клеток in vitro.

1. Davidson B., Holth A., Hellesylt E. et al. The clinical role of epithelial mesenchymal transition and stem cell markers in advanced-stage ovarian serous carcinoma effusions. Hum Pathol 2015;46(1):1–8. DOI: 10.1016/j.humpath.2014.10.004. PMID: 25455994.

2. Choi Y., Lee H. J., Jang M. H. et al. Epithelial-mesenchymal transition increases during the progression of in situ to invasive basal-like breast cancer. Hum Pathol 2013;44(11):2581–9. DOI: 10.1016/j.humpath.2013.07.003. PMID: 24055090.

3. Heerboth S., Housman G., Leary M. et al. EMT and tumor metastasis. Clin Transl Med 2015;26(4):1–13. DOI: 10.1186/s40169-015-0048-3. PMID: 25852822.

4. Savagner P., Kusewitt D. F., Carver E. A. et al. Developmental transcription factor slug is required for effective reepithelialization by adult keratinocytes. J Cell Physiol 2005;202(3):858–66. DOI: 10.1002/jcp.20188. PMID: 15389643.

5. Thiery J. P., Acloque H., Huang R. Y., Nieto M. A. Epithelial-mesenchymal transitions in development and disease. Cell 2009;139(5):871–90. DOI: 10.1016/j.cell.2009.11.007. PMID: 19945376.

6. Cao L., Shao M., Schilder J. et al. Tissue transglutaminase links TGF-β, epithelial to mesenchymal transition and a stem cell phenotype in ovarian cancer. Oncogene 2012;31(20):2521–34. DOI: 10.1038/onc.2011.429. PMID: 21963846.

7. Wu D. I., Liu L., Ren C. et al. Epithelialmesenchymal interconversions and the regulatory function of the ZEB family during the development and progression of ovarian cancer. Oncol Lett 2016;11(2):1463–8. DOI: 10.3892/ol.2016.4092. PMID: 26893761.

8. Nieto M. A. Epithelial plasticity: a common theme in embryonic and cancer cells. Science 2013;8(342):1–7. DOI: 10.1126/science.1234850. PMID: 24202173.

9. Tsai J. H., Donaher J. L., Murphy D. A. et al. Spatiotemporal regulation of epithelial-mesenchymal transition is essential for squamous cell carcinoma metastasis. Cancer Cell 2012;22(6):725–36. DOI: 10.1016/j.ccr.2012.09.022. PMID: 23201165.

10. Klymenko Y., Kim O., Stack M. S. Complex determinants of epithelial: mesenchymal phenotypic plasticity in ovarian cancer. Cancers (Basel) 2017;9(8):1–32. DOI: 10.3390/cancers9080104. PMID: 28792442.

11. Hay E. D. The mesenchymal cell, its role in the embryo, and the remarkable signaling mechanisms that create it. Dev Dyn 2005;233(3):706–20. DOI: 10.1002/dvdy.20345. PMID: 15937929.

12. Kidd M. E., Shumaker D. K., Ridge K. M. The role of vimentin intermediate filaments in the progression of lung cancer. Am J Respir Cell Mol Biol 2014;50(1):1–6. DOI: 10.1165/rcmb.2013-0314TR. PMID: 23980547.

13. Богуш Т. А., Калюжный С. А., Дудко Е. А. и др. Молекулярные особенности асцитных клеток рака яичников, выявляемые при иммунофлуоресцентном анализе с привлечением проточной цитофлуориметрии. Вестник Московского университета. Сер. 2. Химия 2016;57(5):330–5.

14. Богуш Т. А., Шатурова А. С., Дудко Е. А. и др. Количественная иммунофлуоресцентная оценка с использованием проточной цитофлуориметрии экспрессии эстрогеновых рецепторов β в солидных опухолях человека. Вестник Московского университета. Сер. 2. Химия 2011;52(4):305–12.

15. 15. Bai F., Chan H. L., Scott A. et al. BRCA1 suppresses epithelial-to-mesenchymal transition and stem cell dedifferentiation during mammary and tumor development. Cancer Res 2014;74(21):6161–72. DOI: 10.1158/0008–5472.CAN-14-1119. PMID: 25239453. 16.

16. Strauss R., Li Z. Y., Liu Y. et al. Analysis of epithelial and mesenchymal markers in ovarian cancer reveals phenotypic heterogeneity and plasticity. PLoS One 2011;6(1):1–20. DOI: 10.1371/journal.pone.0016186. PMID: 21264259. 17.

17. Bezdieniezhnykh N., Lykhova A., Semesiuk N. et al. Establishment and characterization of new breast and ovarian cancer cell lines as a model for studying cellular plasticity in vitro. Exp Oncol 2016;38(2):94–100. PMID: 27356577.