Сравнительная оценка уровней опухолеассоциированных микроРНК экзосом плазмы крови и асцитической жидкости пациентов с раком яичников

Введение. Рак яичников (РЯ) входит в число злокачественных новообразований женской репродуктивной системы с высокой летальностью. применяемые в настоящие время онкомаркеры данной патологии не обладают высокими чувствительностью и специфичностью. в связи с этим перспективными направлениями молекулярной онкологии являются исследование механизмов канцерогенеза РЯ и поиск новых биомаркеров жидкостной биопсии для ранней неинвазивной диагностики новообразований. известно, что опухолевые клетки активно секретируют во внеклеточное пространство экзосомы, в состав которых входят биологически активные молекулы, участвующие в канцерогенезе и претендующие на роль диагностических маркеров. Ранее было показано, что микроРНК-24 (miR-24) и микро-РНК-101 (miR-101) переносятся в составе экзосом при РЯ и участвуют в процессе деградации внеклеточного матрикса, ремоделировании стромы, ангиогенезе и подвижности раковых клеток.

Цель исследования – оценка представленности и диагностической значимости miR-24 и miR-101 в экзосомах плазмы и асцитической жидкости больных РЯ.

Материалы и методы. В исследование включены образцы крови и асцитической жидкости больных РЯ (n = 20) и образцы крови здоровых женщин (n = 19). экзосомальную природу везикул подтверждали с помощью трансмиссионной электронной микроскопии, трекового анализа и проточной цитофлуориметрии. после выделения экзосомальной РНК определяли относительный уровень микроРНК с использованием обратной транскрипции и полимеразной цепной реакции в реальном времени.

Результаты. Наибольшая концентрация экзосом выявлена в асцитической жидкости больных РЯ, при этом концентрация экзосом в плазме крови этих пациенток оказалась достоверно выше, чем у здоровых женщин. Относительные уровни miR-24 и miR-101 в экзосомах плазмы крови здоровых женщин были достоверно выше, чем в экзосомах плазмы крови и асцитической жидкости больных РЯ; при этом уровни этих микроРНК в экзосомах плазмы и асцитической жидкости пациентов достоверно не различались.

Заключение. Полученные результаты подтверждают перспективность экзосомальных miR-101 и miR-24 для диагностики РЯ методом жидкостной биопсии.

1. Ding H., Zhang J., Zhang F. et al. Nanotechnological approaches for diagnosis and treatment of ovarian cancer: a review of recent trends. Drug Deliv 2022;29(1):3218–32. DOI: 10.1080/10717544.2022.2132032

2. Bhardwaj B., Thankachan S., Venkatesh T. et al. Liquid biopsy in ovarian cancer. Clinica Chimica Acta 2020;510:28–34. DOI: 10.1016/j.cca.2020.06.047

3. Guo L., Guo N. Exosomes: potent regulators of tumor malignancy and potential bio-tools in clinical application. Crit Rev Oncol Hematol 2015;95(3):346–58. DOI: 10.1016/j.critrevonc.2015.04.002

4. Tenchov R., Sasso J.M., Wang X. et al. Exosomes-Nature’s lipid nanoparticles, a rising star in drug delivery and diagnostics. ACS Nano 2022;16(11):17802–46. DOI: 10.1021/acsnano.2c08774

5. Yunusova N., Kolegova E., Sereda E. et al. Plasma exosomes of patients with breast and ovarian tumors contain an inactive 20S proteasome. Molecules 2021;26(22):6965. DOI: 10.3390/molecules26226965

6. Tutanov O., Orlova E., Proskura K. et al. Proteomic analysis of blood exosomes from healthy females and breast cancer patients reveals an association between different exosomal bioactivity on non-tumorigenic epithelial cell and breast cancer cell migration in vitro. Biomolecules 2020;10(4):495. DOI: 10.3390/biom10040495

7. Ye S.B., Li Z.L., Luo D.H. et al. Tumor-derived exosomes promote tumor progression and T-cell dysfunction through the regulation of enriched exosomal microRNAs in human nasopharyngeal carcinoma. Oncotarget 2014;5(14):5439–52. DOI: 10.18632/oncotarget.2118

8. Xia Y., Hu X., Di K. et al. Combined detection of exosome concentration and tumor markers in gastric cancer. J Biomed Nanotechnol 2020;16(2):252–8. DOI: 10.1166/jbn.2020.2887

9. Yunusova N., Patysheva M., Molchanov S. et al. Metalloproteinases at the surface of small extrcellular vesicles in advanced ovarian cancer: Relationships with ascites volume and peritoneal canceromatosis index. Clin Chim Acta 2019;494:116–22. DOI: 10.1016/j.cca.2019.03.1621

10. Joyce D.P., Kerin M.J., Dwyer R.M. Exosome-encapsulated microRNAs as circulating biomarkers for breast cancer. Int J Cancer 2016;139(7):1443–8. DOI: 10.1002/ijc.30179

11. Kalra H., Drummen G.P., Mathivanan S. Focus on extracellular vesicles: introducing the next small big thing. Int J Mol Sci 2016;17(2):170. DOI: 10.3390/ijms17020170

12. Yang D., Sun Y., Hu L. et al. Integrated analyses identify a master microRNA regulatory network for the mesenchymal subtype in serous ovarian cancer. Cancer Cell 2013;23(2):186–99. DOI: 10.1016/j.ccr.2012.12.020

13. Braga E.A., Fridman M.V., Kushlinskii N.E. Molecular mechanisms of ovarian carcinoma metastasis: key genes and regulatory microRNAs. Biochemistry (Mosc) 2017;82(5):529–41. DOI: 10.1134/S0006297917050017

14. Liu W., Wang S., Zhou S. et al. A systems biology approach to identify microRNAs contributing to cisplatin resistance in human ovarian cancer cells. Mol Biosyst 2017;13(11):2268–76. DOI: 10.1039/c7mb00362e

15. Konoshenko M., Sagaradze G., Orlova E. et al. Total blood exosomes in breast cancer: potential role in crucial steps of tumorigenesis. Int J Mol Sci 2020;21(19):7341. DOI: 10.3390/ijms21197341

16. Tutanov O., Shtam T., Grigor’eva A. et al. Blood plasma exosomes contain circulating DNA in their crown. Diagnostics (Basel) 2022;12(4):854. DOI: 10.3390/diagnostics12040854

17. Konoshenko M.Y., Bryzgunova O.E., Lekchnov E.A. et al. The influence of radical prostatectomy on the expression of cell-free MiRNA. Diagnostics (Basel) 2020;10(8):600. DOI: 10.3390/diagnostics10080600

18. Tamkovich S., Tutanov O., Efimenko A. et al. Blood circulating exosomes contain distinguishable fractions of free and cell-surface-associated vesicles. Curr Mol Med 2019;19(4):273–85. DOI: 10.2174/1566524019666190314120532

19. Zhang W., Ou X., Wu X. Proteomics profiling of plasma exosomes in epithelial ovarian cancer: a potential role in the coagulation cascade, diagnosis and prognosis. Int J Oncol 2019;54(5):1719–33. DOI: 10.3892/ijo.2019.4742

20. Hagrass H.A., Sharaf S., Pasha H.F. et al. Circulating microRNAs – a new horizon in molecular diagnosis of breast cancer. Genes Cancer 2015;6(5–6):281–7. DOI: 10.18632/genesandcancer.66

21. Bryzgunova O.E., Zaripov M.M., Skvortsova T.E. et al. Comparative study of extracellular vesicles from the urine of healthy individuals and prostate cancer patients. PLoS One 2016;11(6):e0157566. DOI: 10.1371/journal.pone.0157566

22. McDermott A.M., Kerin M.J., Miller N. Identification and validation of miRNAs as endogenous controls for RQ-PCR in blood specimens for breast cancer studies. PLoS One 2013;8(12):e83718. DOI: 10.1371/journal.pone.0083718

23. Matsumoto Y., Kano M., Murakami K. et al. Tumor-derived exosomes influence the cell cycle and cell migration of human esophageal cancer cell lines. Cancer Sci 2020;111(12):4348–58. DOI: 10.1111/cas.14660

24. Pathania A.S., Prathipati P., Challagundla K.B. New insights into exosome mediated tumor-immune escape: Clinical perspectives and therapeutic strategies. Biochim Biophys Acta Rev Cancer 2021;1876(2):188624. DOI: 10.1016/j.bbcan.2021.188624

25. Paskeh M.D.A., Entezari M., Mirzaei S. et al. Emerging role of exosomes in cancer progression and tumor microenvironment remodeling. J Hematol Oncol 2022;15(1):83. DOI: 10.1186/s13045-022-01305-4

26. Sahebi R., Langari H., Fathinezhad Z. et al. Exosomes: new insights into cancer mechanisms. J Cell Biochem 2020;121(1):7–16. DOI: 10.1002/jcb.29120

27. Yi Y., Wu M., Zeng H. et al. Tumor-derived exosomal non-coding rnas: the emerging mechanisms and potential clinical applications in breast cancer. Front Oncol 2021;11:738945. DOI: 10.3389/fonc.2021.738945

28. Zheng H.B., Zheng X.G., Liu B.P. miRNA-101 inhibits ovarian cancer cells proliferation and invasion by down-regulating expression of SOCS-2. Int J Clin Exp Med 2015;8(11):20263–70.

29. Liang H., Yu T., Han Y. et al. LncRNA PTAR promotes EMT and invasion-metastasis in serous ovarian cancer by competitively binding miR-101-3p to regulate ZEB1 expression. Mol Cancer 2018;17(1):119. DOI: 10.1186/s12943-018-0870-5

30. Xu Y., Xu L., Zheng J. et al. MiR-101 inhibits ovarian carcinogenesis by repressing the expression of brain-derived neurotrophic factor. FEBS Open Bio 2017;7(9):1258–66. DOI: 10.1002/2211-5463.12257

31. Liu L., Guo J., Yu L. et al. miR-101 regulates expression of EZH2 and contributes to progression of and cisplatin resistance in epithelial ovarian cancer. Tumour Biol 2014;35(12):12619–26. DOI: 10.1007/s13277-014-2585-6

32. Wang H., Chen C., Ding K. et al. MiR-24-3p as a prognostic indicator for multiple cancers: from a meta-analysis view. Biosci Rep 2020;40(12):BSR20202938. DOI: 10.1042/BSR20202938

33. Yuan D., Cui X., Wang Y. et al. Enrichment analysis identifies functional microRNA-disease associations in humans. PLoS One 2015;10(8):e0136285. DOI: 10.1371/journal.pone.0136285

34. Lin H., Xu X., Chen K. et al. LncRNA CASC15, MiR-23b cluster and SMAD3 form a novel positive feedback loop to promote epithelial-mesenchymal transition and metastasis in ovarian cancer. Int J Biol Sci 2022;18(5):1989–2002. DOI: 10.7150/ijbs.67486