Характеристика эффекторов адаптивного иммунитета, вовлеченных во вторичный ксеногенный иммунный ответ на клетки меланомы человека

Введение. В настоящее  время развиваются подходы адоптивной клеточной терапии онкологических заболеваний с использованием Т-клеток, генетически модифицированных Т-клеточными рецепторами (ТКР) со специфичностью к опухолевым антигенам. Трудоемкость идентификации антигенспецифических ТКР в репертуаре пациента и отбора терапевтических рецепторов делает актуальной разработку экспериментальных стратегий генерации опухолеспецифических Т-клеток. Одной из них может быть ксеногенная иммунизация модельных животных клетками опухоли человека. представляется привлекательной идея, что репертуар Т-клеток, стимулированный  ксеногенной иммунизацией, может стать источником для поиска ТКР, пригодных для адоптивной иммунотерапии опухолей человека.

Цель исследования  – анализ динамики вторичного ксеногенного ответа в модели индукции иммунного ответа у мышей на клетки меланомы человека для оценки перспектив использования ксеногенных иммунизаций для генерации опухолеспецифических Т-клеток памяти и идентификации их ТКР, подходящих для адоптивной иммунотерапии.

Материалы и методы. Мышей иммунизировали клетками меланомы человека; через 45 дней повторно вводили иммунизирующую опухоль. Динамику развития вторичного иммунного ответа in vivo и состав вовлеченных эффекторов адаптивного иммунитета анализировали методом проточной цитофлуориметрии. В культуре in vitro оценивали пролиферативный ответ лимфоцитов иммунных мышей на клетки иммунизирующей и сторонней меланом человека.

Результаты. Вторичный ксеногенный ответ характеризовался более интенсивным накоплением Т-клеток и быстрым развитием эффекторной фазы в месте введения меланомы человека. это коррелировало с усиленным пролиферативным ответом in vitro лимфоцитов иммунных животных на ксеноантигены иммунизирующей опухоли. CD4⁺- и СD8⁺-Т-клетки памяти вносили  равный  вклад в развитие вторичного ответа на клетки меланомы человека, экспрессирующей молекулы антигенов гистосовместимости (human leukocyte antigens, HLA) классов I и II. При экспрессии только HLA класса I на клетках иммунизирующей ксеногенной опухоли формировались CD8⁺-клетки памяти, которые доминировали во вторичном иммунном ответе.

Заключение. полученные нами данные подтвердили, что в ходе ксеногенной иммунизации формируется специфическая иммунологическая память к ксеноантигенам. Это указывает на возможность генерации ксеногенных ТКР, специфичных к антигенам опухоли человека, и открывает перспективы для разработки стратегий поиска среди них вариантов рецепторов, пригодных для адоптивной иммунотерапии опухолей человека.

1. Carvalho-Oliveira M., Valdivia E., Blasczyk R. et al. Immunogenetics of xenotransplantation. Int J Immunogenet 2021;48(2):120–34. DOI: 10.1111/iji.12526

2. Hu M., Hawthorne W.J., Yi S. et al. Cellular immune responses in islet xenograft rejection. Front Immunol 2022;13:893985. DOI: 10.3389/fimmu.2022.893985

3. Yi S., Feng X., Hawthorne W.J. et al. CD4+ T cells initiate pancreatic islet xenograft rejection via an interferon-gamma-dependent recruitment of macrophages and natural killer cells. Transplantation 2002;73(3):437–46. DOI: 10.1097/00007890-200202150-00019

4. Davila E., Byrne G.W., LaBreche P.T. et al. T-cell responses during pig-to-primate xenotransplantation. Xenotransplantation 2006;13(1):31–40. DOI: 10.1111/j.1399-3089.2005.00258.x

5. Chung H., Kim H.J., Kim J.S. et al. CD4+/CD8+ T-cell ratio correlates with the graft fate in pig-to-non-human primate islet xenotransplantation. Xenotransplantation. 2020;27(2):e12562. DOI: 10.1111/xen.12562

6. Lee F.T., Dangi A., Shah S. et al. Rejection of xenogeneic porcine islets in humanized mice is characterized by graft-infiltrating Th17 cells and activated B cells. Am J Transplant 2020;20(6):1538–50. DOI: 10.1111/ajt.15763

7. Bucher P., Gang M., Morel P. et al. Transplantation of discordant xenogeneic islets using repeated therapy with anti-CD154. Transplantation 2005 ;79(11):1545–52. DOI: 10.1097/01.tp.0000163505.63159.69

8. Wang F., Xia J., Chen J. et al. Combination of antibodies inhibits accelerated rejection mediated by memory T cells in xenoantigen-primed mice. Xenotransplantation. 2010;17(6):460–8. DOI: 10.1111/j.1399-3089.2010.00618.x

9. Wang S., Tasch J., Kheradmand T. et al. Transient B-cell depletion combined with apoptotic donor splenocytes induces xeno-specific T- and B-cell tolerance to islet xenografts. Diabetes 2013;62(9):3143–50. DOI: 10.2337/db12-1678

10. Yi S., Feng X., Hawthorne W. et al. CD8+ T cells are capable of rejecting pancreatic islet xenografts. Transplantation 2000;70(6):896–906. DOI: 10.1097/00007890-200009270-00007

11. Uchida T., Tomita Y., Anzai K. et al. Roles of CD4+ and CD8+ T cells in discordant skin xenograft rejection. Transplantation 1999;68(11):1721–7. DOI: 10.1097/00007890-199912150-00016

12. Lin Y., Soares M.P., Sato K. et al. Rejection of cardiac xenografts by CD4+ or CD8+ T cells. J Immunol 1999;162(2):1206–14.

13. Yin D.P., Ma L.L., Sankary H.N. et al. Role of CD4+ and CD8+ T cells in the rejection of concordant pancreas xenografts. Transplantation 2002;74(9):1236–41. DOI: 10.1097/00007890-200211150-00007

14. Tanemura M., Chong A.S., DiSesa V.J. et al. Direct killing of xenograft cells by CD8+ T cells of discordant xenograft recipients. Transplantation 2002;74(11):1587–95. DOI: 10.1097/00007890-200212150-00017

15. Triponez F., Oberholzer J., Morel P. et al. Xenogeneic islet re-transplantation in mice triggers an accelerated, species-specific rejection. Immunology 2000;101(4):548–54. DOI: 10.1046/j.1365-2567.2000.00130.x

16. Rotolo R., Leuci V., Donini C. et al. CAR-based strategies beyond T lymphocytes: integrative opportunities for cancer adoptive immunotherapy. Int J Mol Sci 2019;20(11):2839. DOI: 10.3390/ijms20112839

17. He J., Xiong X., Yang H. et al. Defined tumor antigen-specific T cells potentiate personalized TCR-T cell therapy and prediction of immunotherapy response. Cell Res 2022;32(6):530–42. DOI: 10.1038/s41422-022-00627-9

18. Hiam-Galvez K.J., Allen B.M., Spitzer M.H. Systemic immunity in cancer. Nat Rev Cancer 2021;21(6):345–59. DOI: 10.1038/s41568-021-00347-z

19. Pilard C., Ancion M., Delvenne P. et al. Cancer immunotherapy: it’s time to better predict patients’ response. Br J Cancer 2021;125(7):927–38. DOI: 10.1038/s41416-021-01413-x

20. Andres A., Toso C., Morel P. et al. Phylogenetic disparity influences the predominance of direct over indirect pathway of antigen presentation in islet xenotransplantation. Transplant Proc 2005;37(1):463–5. DOI: 10.1016/j.transproceed.2004.11.074

21. Lin C.M., Gill R.G. Direct and indirect allograft recognition: pathways dictating graft rejection mechanisms. Curr Opin Organ Transplant 2016;21(1):40–4. DOI: 10.1097/MOT.0000000000000263

22. Kim C.H., Oh K., Kim D.E. et al. Both CD45RA+ and CD45RO+ human CD4+ T cells drive direct xenogeneic T-cell responses against porcine aortic endothelial cells. Xenotransplantation 2010;17(3):224–32. DOI: 10.1111/j.1399-3089.2010.00582.x

23. Барышников А.Ю., Бурова О.С., Воронина Е.С. и др. Клеточные линии меланомы человека. СПб., 2017. 174 с.

24. Оборотова М.В., Бурова О.С., Барышникова М.А. и др. Экспрессия маркеров стволовых опухолевых клеток на клеточных линиях меланомы человека. Российский биотерапевтический журнал 2015;14(1):11–4.

25. Vartanian A.A., Kosorukov V.S. Melanoma cell lines as a basis for development of a model of vasculogenic mimicry. Biology Bulletin 2023;50(3):259–65.

26. Misyurin V.A., Misyurin A.V., Lukina A.E. et al. Cancer-testis gene expression profile in human melanoma cell lines. Bochemistry (Moscow) Supplement Series A: Membrane and Cell Biology 2014;8(3):240–4.

27. Komohara Y., Jinushi M., Takeya M. Clinical significance of macrophage heterogeneity in human malignant tumors. Cancer Sci 2014;105(1):1–8. DOI: 10.1111/cas.12314

28. Lu T.Y., Xu X.L., Du X.G. et al. Advances in innate immunity to overcome immune rejection during xenotransplantation. Cells 2022;11(23):3865. DOI: 10.3390/cells11233865

29. Maeda A., Kogata S., Toyama C. et al. The innate cellular immune response in xenotransplantation. Front Immunol 2022;13:858604. DOI: 10.3389/fimmu.2022.858604

30. D‘Ippolito E., Schober K., Nauerth M. et al. T cell engineering for adoptive T cell therapy: safety and receptor avidity. Cancer Immunol Immunother 2019;68(10):1701–12. DOI: 10.1007/s00262-019-02395-9

31. Goncharov M.M., Bryushkova E.A., Sharaev N.I. et al. Pinpointing the tumor-specific T cells via TCR clusters. Elife 2022;11:e77274. DOI: 10.7554/eLife.77274

32. Pogorelyy M.V., Minervina A.A., Shugay M. et al. Detecting T cell receptors involved in immune responses from single repertoire snapshots. PLoS Biol 2019;17(6):e3000314. DOI: 10.1371/journal.pbio.3000314

33. Peng Y., Chen J., Shao W. et al. Xenoreactive CD4+ memory T cells resist inhibition by anti-CD44 mAb and reject islet grafts via a Th2-dependent pathway. Xenotransplantation 2011;18(4):252–61. DOI: 10.1111/j.1399-3089.2011.00646.x

34. Kang H.K., Wang S., Dangi A. et al. Differential role of B cells and IL-17 versus IFN-γ during early and late rejection of pig islet xenografts in mice. Transplantation 2017;101(8):1801–10. DOI: 10.1097/TP.0000000000001489

35. Yamamoto T., Li Q., Hara H. et al. B cell phenotypes in baboons with pig artery patch grafts receiving conventional immunosuppressive therapy. Transpl Immunol 2018;51:12–20. DOI: 10.1016/j.trim.2018.08.005

36. Xu H., Chilton P.M., Tanner M.K. et al. Humoral immunity is the dominant barrier for allogeneic bone marrow engraftment in sensitized recipients. Blood 2006;108(10):3611–9. DOI: 10.1182/blood-2006-04-017467

37. Tahara H., Ide K., Basnet N. et al. Determination of the precursor frequency and the reaction intensity of xenoreactive human T lymphocytes. Xenotransplantation 2010;17(3):188–96. DOI: 10.1111/j.1399-3089.2010.00575.x

38. Kim S.C., Mathews D.V., Breeden C.P. et al. Long-term survival of pig-to-rhesus macaque renal xenografts is dependent on CD4 T cell depletion. Am J Transplant 2019;19(8):2174–85. DOI: 10.1111/ajt.15329

39. Singh N.P., Guo L., Que X. et al. Blockade of indirect recognition mediated by CD4+ T cells leads to prolonged cardiac xenograft survival. Xenotransplantation 2004;11(1):33–42. DOI: 10.1111/j.1399-3089.2004.00079.x

40. Plenter R.J., Grazia T.J., Doan A.N. et al. CD4 T cells mediate cardiac xenograft rejection via host MHC class II. J Heart Lung Transplant 2012;31(9):1018–24. DOI: 10.1016/j.healun.2012.05.018

41. Mirenda V., Golshayan D., Read J. et al. Achieving permanent survival of islet xenografts by independent manipulation of direct and indirect T-cell responses. Diabetes. 2005;54(4):1048–55. DOI: 10.2337/diabetes.54.4.1048

42. Li S., Anwar I.J., Canning A.J. et al. Xenorecognition and costimulation of porcine endothelium-derived extracellular vesicles in initiating human porcine-specific T cell immune responses. Am J Transplant 2023;2023(7):904–19. DOI: 10.1016/j.ajt.2023.04.006

43. Devos T., Yan Y., Segers C. et al. Role of CD4+ and CD8+ T cells in the rejection of heart or islet xenografts in recipients with xenotolerance in the innate immune compartment. Transplant Proc 2005;37(1):516–7. DOI: 10.1016/j.transproceed.2004.12.012