Анализ микроРНК miR-125a-5p, -27a-5p, -193a-5p, -135b-5p, -451а, -495-3р и -136-5р в клетках рака яичника и секретируемых ими экстраклеточных везикулах

Обложка

Цитировать

Полный текст

Аннотация

Введение. Поиск маркеров для жидкостной диагностики рака яичника (РЯ) является одной из наиболее актуальных задач онкогинекологии. В настоящее время большой интерес в качестве источника онкомаркеров, в том числе микроРНК, вызывают экстраклеточные везикулы (ЭКВ). Ранее мы показали, что уровень miR-125a-5p, -27a-5p, -193a-5p и -135b-5p достоверно повышен, а miR-451а, -495-3р и -136-5р значимо снижен в ЭКВ маточных аспиратов больных РЯ.

Цель исследования – анализ уровней miR-125a-5p, -27a-5p, -193a-5p, -135b-5p, -451а, -495-3р и -136-5р в клеточных линиях РЯ и секретируемых ими ЭКВ.

Материалы и методы. Проведены культивирование клеточных линий РЯ (OVCAR-3, OVCAR-4, OVCAR-8 и SKOV3), выделение ЭКВ из кондиционированной среды методом ультрацентрифугирования, валидация ЭКВ с помощью анализа траекторий наночастиц (NTA), трансмиссионной электронной микроскопии и вестерн-блот-анализа экзосомальных маркеров. Также выполнены выделение микроРНК из клеток и ЭКВ, анализ микроРНК методом полимеразной цепной реакции с обратной транскрипцией в реальном времени в модификации Stem-loop.

Результаты. В клетках исследуемых линий РЯ экспрессия молекул miR-125a-5p, -27a-5p, -193a-5p и -135b-5p значительно превышала экспрессию miR-451а, -495-3р и -136-5р. Все линии клеток РЯ характеризуются соотношением «клетки >ЭКВ» для высоко экспрессируемых микроРНК и «ЭКВ >клетки» для низко экспрессируемых микроРНК.

Заключение. Результаты исследования свидетельствуют о связи дифференциальной экспрессии исследуемых микроРНК с патогенезом РЯ и подтверждают высокий диагностический потенциал данных молекул.

Об авторах

Г. О. Скрябин

ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр онкологии им. Н.Н. Блохина» Минздрава России

Email: fake@neicon.ru
ORCID iD: 0000-0002-4127-6973

115522 Москва, Каширское шоссе, 24

Россия

А. А. Беляева

ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр онкологии им. Н.Н. Блохина» Минздрава России; ФГБОУ ВО «Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова»

Email: fake@neicon.ru
ORCID iD: 0000-0002-9364-562X

115522 Москва, Каширское шоссе, 24; 119234 Москва, Ленинские горы, 1, стр. 12

Россия

А. Д. Еникеев

ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр онкологии им. Н.Н. Блохина» Минздрава России

Email: fake@neicon.ru
ORCID iD: 0000-0002-7628-8616

115522 Москва, Каширское шоссе, 24

Россия

Д. В. Багров

ФГБОУ ВО «Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова»

Email: fake@neicon.ru
ORCID iD: 0000-0002-6355-7282

119234 Москва, Ленинские горы, 1, стр. 12

Россия

А. М. Керемет

ФГБОУ ВО «Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова»

Email: fake@neicon.ru
ORCID iD: 0009-0005-5399-914X

119234 Москва, Ленинские горы, 1, стр. 12

Россия

А. В. Комельков

ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр онкологии им. Н.Н. Блохина» Минздрава России

Email: fake@neicon.ru
ORCID iD: 0000-0003-0766-163X

115522 Москва, Каширское шоссе, 24

Россия

Д. С. Елкин

ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр онкологии им. Н.Н. Блохина» Минздрава России

Email: fake@neicon.ru
ORCID iD: 0000-0002-4793-6063

115522 Москва, Каширское шоссе, 24

Россия

Д. М. Силантьева

ФГАОУ ВО «Российский национальный исследовательский медицинский университет им. Н.И. Пирогова» Минздрава России

Email: fake@neicon.ru
ORCID iD: 0009-0009-1536-5778

117997 Москва, ул. Островитянова, 1

Россия

Е. М. Чевкина

ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр онкологии им. Н.Н. Блохина» Минздрава России

Автор, ответственный за переписку.
Email: tchevkina@mail.ru
ORCID iD: 0000-0001-8837-7969

Елена Максимовна Чевкина

115522 Москва, Каширское шоссе, 24

Россия

Список литературы

  1. Raposo G., Stahl P.D. Extracellular vesicles – on the cusp of a new language in the biological sciences. Extracell Vesicles Circ Nucleic Acids 2023;4(2):240–54. doi: 10.20517/evcna.2023.18
  2. Kalluri R., LeBleu V.S. The biology, function, and biomedical applications of exosomes. Science 2020;367(6478):eaau6977. doi: 10.1126/science.aau6977
  3. Liu Y.-J., Wang C. A review of the regulatory mechanisms of extracellular vesicles-mediated intercellular communication. Cell Commun Signal 2023;21(1):77. doi: 10.1186/s12964-023-01103-6
  4. Xu R., Rai A., Chen M. et al. Extracellular vesicles in cancer – implications for future improvements in cancer care. Nat Rev Clin Oncol 2018;15(10):617–38. doi: 10.1038/s41571-018-0036-9
  5. Logozzi M., Mizzoni D., Di Raimo R., Fais S. Exosomes: a source for new and old biomarkers in cancer. Cancers 2020;12(9):2566. doi: 10.3390/cancers12092566
  6. Staicu C.E., Predescu D.V., Rusu C.M. et al. Role of microRNAs as clinical cancer biomarkers for ovarian cancer: a short overview. Cells 2020;9(1):169. doi: 10.3390/cells9010169
  7. Meng X., Müller V., Milde-Langosch K. et al. Diagnostic and prognostic relevance of circulating exosomal miR-373, miR-200a, miR-200b and miR-200c in patients with epithelial ovarian cancer. Oncotarget 2016;7(13):16923–35. doi: 10.18632/oncotarget.7850
  8. Pan C., Stevic I., Müller V. et al. Exosomal microRNAs as tumor markers in epithelial ovarian cancer. Mol Oncol 2018;12(11):1935–48. doi: 10.1002/1878-0261.12371
  9. Théry C., Witwer K.W., Aikawa E. et al. Minimal information for studies of extracellular vesicles 2018 (MISEV2018): a position statement of the International Society for Extracellular Vesicles and update of the MISEV2014 guidelines. J Extracell Vesicles 2018;7(1):1535750. doi: 10.1080/20013078.2018.1535750
  10. Salmond N., Williams K.C. Isolation and characterization of extracellular vesicles for clinical applications in cancer – time for standardization? Nanoscale Adv 2021;3(7):1830–52. doi: 10.1039/d0na00676a
  11. Skryabin G.O., Komelkov A.V., Zhordania K.I. et al. Extracellular vesicles from uterine aspirates represent a promising source for screening markers of gynecologic cancers. Cells 2022;11(7):1064. doi: 10.3390/cells11071064
  12. Kramer F. Stem-Loop RT-qPCR for miRNAs. Curr Protoc Mol Biol 2011;Chapter 15:Unit15.10. doi: 10.1002/0471142727.mb1510s95
  13. Skryabin G.O., Komelkov A.V., Galetsky S.A. et al. Stomatin is highly expressed in exosomes of different origin and is a promising candi-date as an exosomal marker. J Cell Biochem 2021;122(1):100–15. doi: 10.1002/jcb.29834
  14. Burdiel M., Jiménez J., Rodríguez-Antolín C. et al. MiR-151a: a robust endogenous control for normalizing small extracellular vesicle cargo in human cancer. Biomark Res 2023;11(1): 94. doi: 10.1186/s40364-023-00526-0
  15. Xie F., Wang J., Zhang B. RefFinder: a web-based tool for comprehensively analyzing and identifying reference genes. Funct Integr Genomics 2023;23(2):125. doi: 10.1007/s10142-023-01055-7
  16. Wang X., Huang J., Chen W. et al. The updated role of exosomal proteins in the diagnosis, prognosis, and treatment of cancer. Exp Mol Med 2022;54(9):1390–400. doi: 10.1038/s12276-022-00855-4
  17. Zhang J., Li S., Li L. et al. Exosome and exosomal microRNA: trafficking, sorting, and function. Genomics Proteomics Bioinformatics 2015;13(1):17–24. doi: 10.1016/j.gpb.2015.02.001
  18. Liu Q.-W., He Y., Xu W.W. Molecular functions and therapeutic applications of exosomal noncoding RNAs in cancer. Exp Mol Med 2022;54(3):216–25. doi: 10.1038/s12276-022-00744-w
  19. Skryabin G.O., Vinokurova S.V., Elkina N.V. et al. Comparison of methods for microRNA isolation from extracellular vesicles obtained from ascitic fluids. Biochemistry 2022;87(11):1354–66. doi: 10.1134/S0006297922110141
  20. Koutsaki M., Libra M., Spandidos D.A., Zaravinos A. The miR-200 family in ovarian cancer. Oncotarget 2017;8(39):66629–40. doi: 10.18632/oncotarget.18343
  21. Liu X., Li J., Qin F., Dai S. miR-152 as a tumor suppressor microRNA: target recognition and regulation in cancer. Oncol Lett 2016;11(6):3911–6. doi: 10.3892/ol.2016.4509
  22. Xuan J., Liu Y., Zeng X., Wang H. Sequence requirements for miR-424-5p regulating and function in cancers Int J Mol Sci 2022;23(7):4037. doi: 10.3390/ijms23074037
  23. Timofeeva A.V., Fedorov I.S., Asaturova A.V. et al. Blood plasma small non-coding RNAs as diagnostic molecules for the progesterone-receptor-negative phenotype of serous ovarian tumors. Int J Mol Sci 2023;24(15):12214. doi: 10.3390/ijms241512214
  24. Gadducci A., Sergiampietri C., Lanfredini N., Guiggi I. MicroRNAs and ovarian cancer: the state of art and perspectives of clinical research. Gynecol Endocrinol 2014;30(4):266–71. doi: 10.3109/09513590.2013.871525
  25. Jiang Y., Shi Y., Lyu T. et al. Identification and functional validation of differentially expressed microRNAs in ascites-derived ovarian cancer cells compared with primary tumour tissue. Cancer Manag Res 2021;13:6585–97. doi: 10.2147/CMAR.S320834
  26. Wang J., Zhang R., Zhang B. et al. MiR-135b improves proliferation and regulates chemotherapy resistance in ovarian cancer. J Mol Histol 2022;53(4):699–712. doi: 10.1007/s10735-022-10080-y
  27. Chen H., Mao M., Jiang J.D. et al. Circular RNA CDR1as acts as a sponge of miR-135b-5p to suppress ovarian cancer progression. OncoTargets Ther 2019;12:3869–79. doi: 10.2147/OTT.S207938
  28. Yu S., Yu M., Chen J. et al. Circ_0000471 suppresses the progression of ovarian cancer through mediating mir-135b-5p/dusp5 axis. Am J Reprod Immunol 2023;89(4):e13651. doi: 10.1111/aji.13651
  29. Cao Y., Shen T., Zhang C. et al. MiR-125a-5p inhibits EMT of ovarian cancer cells by regulating TAZ/EGFR signaling pathway. Eur Rev Med Pharmacol Sci 2019;23(19):8249–56. doi: 10.26355/eurrev_201910_19134
  30. Lee M., Kim E.J., Jeon M.J. MicroRNAs 125a and 125b inhibit ovarian cancer cells through post-transcriptional inactivation of EIF4EBP1. Oncotarget 2015;7(8):8726–42. doi: 10.18632/oncotarget.6474
  31. Yang J., Li G., Zhang K. MiR-125a regulates ovarian cancer proliferation and invasion by repressing GALNT14 expression. Biomed Pharmacother 2016;80:381–7. doi: 10.1016/j.biopha.2015.12.027
  32. Wang Y., Li N., Zhao J., Dai C. MiR-193a-5p serves as an inhibitor in ovarian cancer cells through RAB11A. Reprod Toxicol 2022;110:105–12. doi: 10.1016/j.reprotox.2022.04.003
  33. Zhang S., Liu J., He J., Yi N. MicroRNA-193a-5p exerts a tumor suppressive role in epithelial ovarian cancer by modulating RBBP6. Mol Med Rep 2021;24(2):582. doi: 10.3892/mmr.2021.12221
  34. Khordadmehr M., Shahbazi R., Sadreddini S., Baradaran B. miR-193: a new weapon against cancer. J Cell Physiol 2019;234(10): 6861–72. doi: 10.1002/jcp.28368
  35. Eitan R., Kushnir M., Lithwick-Yanai G. et al. Tumor microRNA expression patterns associated with resistance to platinum based chemotherapy and survival in ovarian cancer patients. Gynecol Oncol 2009;114(2):253–9. doi: 10.1016/j.ygyno.2009.04.024
  36. Wambecke A., Ahmad M., Morice P.M. et al. The lncRNA ‘UCA1’ modulates the response to chemotherapy of ovarian cancer through direct binding to miR-27a-5p and control of UBE2N levels. Mol Oncol 2021;15(12):3659–78. doi: 10.1002/1878-0261.13045
  37. Che X., Jian F., Chen C. et al. PCOS serum-derived exosomal miR-27a-5p stimulates endometrial cancer cells migration and invasion. J Mol Endocrinol 2020;64(1):1–12. doi: 10.1530/JME-19-0159
  38. Regis S., Caliendo F., Dondero A. et al. TGF-β1 downregulates the expression of CX3CR1 by inducing miR-27a-5p in primary human NK cells. Front Immunol 2017;8. Available at: https://www.frontiersin.org/articles/10.3389/fimmu.2017.00868
  39. Huldani H., Malviya J., Rodrigues P. et al. miR-495–3p as a promising tumor suppressor in human cancers. Pathol Res Pract 2023;248:154610. doi: 10.1016/j.prp.2023.154610
  40. Chen H., Wang X., Bai J., He A. Expression, regulation and function of miR-495 in healthy and tumor tissues. Oncol Lett 2017;13(4):2021–6. doi: 10.3892/ol.2017.5727
  41. Liu S., Xi X. LINC01133 contribute to epithelial ovarian cancer metastasis by regulating miR-495-3p/TPD52 axis. Biochem Biophys Res Commun 2020;533(4):1088–94. doi: 10.1016/j.bbrc.2020.09.074
  42. Zhu J., Luo J.E., Chen Y., Wu Q. Circ_0061140 knockdown inhibits tumorigenesis and improves PTX sensitivity by regulating miR-136/ CBX2 axis in ovarian cancer. J Ovarian Res 2021;14(10):136. doi: 10.1186/s13048-021-00888-9
  43. Zhao H., Liu S., Wang G. et al. Expression of miR-136 is associated with the primary cisplatin resistance of human epithelial ovarian cancer. Oncol Rep 2015;33(2):591–8. doi: 10.3892/or.2014.3640
  44. Ling S., Ruiqin M., Guohong Z., Ying W. Expression and prognostic significance of microRNA-451 in human epithelial ovarian cancer. Eur J Gynaecol Oncol 2015;36(4):463–8.
  45. Zhu H., Wu H., Liu X. et al. Role of microRNA miR-27a and miR451 in the regulation of MDR1/P-glycoprotein expression in human cancer cells. Biochem Pharmacol 2008;76(5):582–8. doi: 10.1016/j.bcp.2008.06.007
  46. Bagnoli M., Canevari S., Califano D. et al. Development and validation of a microRNA-based signature (MiROvaR) to predict early relapse or progression of epithelial ovarian cancer: a cohort study. Lancet Oncol 2016;17(8):1137–46. doi: 10.1016/S1470-2045(16)30108-5
  47. De Cecco L., Bagnoli M., Chiodini P. et al. Prognostic evidence of the miRNA-based ovarian cancer signature MiROvaR in independent datasets. Cancers 2021;13(7):1544. doi: 10.3390/cancers13071544
  48. Pucci M., Reclusa Asiáin P., Duréndez Sáez E. et al. Extracellular vesicles as miRNA nano-shuttles: dual role in tumor progression. Target Oncol 2018;13(2):175–87. doi: 10.1007/s11523-018-0551-8
  49. Guduric-Fuchs J., O’Connor A., Camp B. et al. Selective extracellular vesicle-mediated export of an overlapping set of microRNAs from multiple cell types. BMC Genomics 2012;13:357. doi: 10.1186/1471-2164-13-357
  50. Ohshima K., Inoue K., Fujiwara A. et al. Let-7 microRNA family is selectively secreted into the extracellular environment via exosomes in a metastatic gastric cancer cell line. PLoS One 2010;5(10): doi: 10.1371/journal.pone.0013247
  51. Bordanaba-Florit G., Madarieta I., Olalde B. et al. 3D cell cultures as prospective models to study extracellular vesicles in cancer. Cancers 2021;13(2):307. doi: 10.3390/cancers13020307
  52. Kusuma G.D., Li A., Zhu D. et al. Effect of 2D and 3D culture microenvironments on mesenchymal stem cell-derived extracellular vesicles potencies. Front Cell Dev Biol 2022;10:819726. doi: 10.3389/fcell.2022.819726
  53. Rocha S., Carvalho J., Oliveira P. et al. 3D cellular architecture affects microRNA and protein cargo of extracellular vesicles. Adv Sci Weinh Baden-Wurtt Ger 2019;6(4):1800948. doi: 10.1002/advs.201800948
  54. Thippabhotla S., Zhong C., He M. 3D cell culture stimulates the secretion of in vivo like extracellular vesicles. Sci Rep 2019;9(1):13012. doi: 10.1038/s41598-019-49671-3

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© ,


СМИ зарегистрировано Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор).
Регистрационный номер и дата принятия решения о регистрации СМИ: серия ПИ № ФС 77 - 57560 от  08.04.2014.