Rearrangement of signaling pathways and adaptation of tumor cells to hypoxia

Cover Page

Cite item

Full Text

Abstract

Malignant tumors developing in the conditions of chronic hypoxia, unlike normal tissues, quickly acquire resistance to decreased oxygen level. Hypoxia-resistant cells in malignant disease obtain various features promoting their survival: they alter metabolism to aerobic glycolysis, activate angiogenesis-stimulating programs, and rearrange signaling cascades to adapt to hypoxia. At the same time, tumor cells become resistant to chemotherapy and radiation therapy and effectively colonize metastatic niches.

This review analyzes signaling pathways which activate in the conditions of chronic hypoxia and underlie tumor adaptation to insufficient oxygen. Apart from the main pathway associated with activation of hypoxia-inducible factor 1α (HIF-1α), such cascades as STAT3, Snail cascade associated with epithelial-mesenchymal transition, NRF2 factor responsible for adaptation to reactive oxygen species, and stemness factors OCT4, SOX2 and NANOG are also considered. Effective killing of tumor cells requires simultaneous inhibition of several parts of signaling pathways because disruption of just one will lead to switching of signaling proteins to bypass the blocked one. The article lists various inhibitors of signaling pathways patricipating in tumor cell adaptation to chronic hypoxia and describes their mechanisms of action and targets. Development of successful strategies for treatment of hypoxia-resistant tumors requires identification of an effective combination of the above-mentioned and other inhibitors of the key signaling cascades participating in adaptation to hypoxia.

Full Text

ВВЕДЕНИЕ

В солидных опухолях подача кислорода к неопластическим и стромальным клеткам снижается или даже прекращается из-за изменения геометрии диффузии, серьезных структурных аномалий микрососудов опухоли и нарушенной микроциркуляции [1]. Кроме того, анемия и образование метгемоглобина или карбоксигемоглобина негативно влияют на способность крови транспортировать O2. В результате в солидных опухолях формируются участки с низким (вплоть до нуля) парциальным давлением кислорода, неоднородно распределенные в опухолевой массе и располагающиеся рядом с областями с нормальным парциальным давлением O2.

Как правило, кровеносные сосуды образуются в результате процесса, известного как ангиогенез, в ходе которого обеспечивается дополнительная васкуляризация опухолей. Разрастание опухолевой массы приводит к сдавливанию кровеносных и лимфатических сосудов, вызывая коллапс и дисфункцию последних [2]. Таким образом, развивающиеся в результате быстрой пролиферации опухоли многоветвистые нефункциональные, слабые кровеносные сосуды с неупорядоченным, изменчивым и сниженным потоком крови не препятствуют в достаточной степени возникновению гипоксии и ацидоза в опухоли [3].

Принято подразделять гипоксию на острую и хроническую; также иногда выделяют циклическую гипоксию. При этом временные рамки, которые используют в экспериментах in vitro для моделирования соответствующих состояний, довольно широко варьируют. Например, чтобы вызвать хроническую гипоксию, в различных исследованиях клетки инкубировали в гипоксических условиях от 4 ч до нескольких недель. Для индукции острой гипоксии клетки подвергали непрерывной гипоксии от 30 мин до 72 ч [4]. В ряде исследований применялась модель циклической гипоксии, при которой, как и в опухоли, циклы гипоксии чередуются с циклами реоксигенации. Для моделирования циклической гипоксии in vitro в некоторых работах клетки инкубировали с циклическими временными графиками гипоксии от 10 мин гипоксии/10 мин нормоксии до 1 нед гипоксии/1–3 нед нормоксии, а количество циклов варьировало от 2 до 12 [4], в том числе использовалось и различное содержание кислорода – от 0 до 6 % [4].

Цель работы – анализ и систематизация данных литературы, посвященной изучению механизмов опухолевого роста в условиях гипоксии.

ГИПОКСИЯ И ИЗМЕНЕНИЕ МЕТАБОЛИЗМА ОПУХОЛЕЙ

Гипоксия влияет на метаболизм опухолевых клеток, способствуя усилению гликолиза и развитию ацидоза. Гликолиз – процесс расщепления глюкозы до пирувата и далее до лактата – активирован в опухолевых клетках даже в условиях достаточного количества кислорода. Это явление известно как эффект Варбурга, или аэробный гликолиз [5]. В отличие от нормальных клеток, которые в присутствии кислорода преимущественно используют окислительное фосфорилирование в митохондриях для эффективного производства аденозинтрифосфата (АТФ), опухолевые клетки отдают предпочтение гликолизу, который производит значительно меньше АТФ на молекулу глюкозы [6]. Усиленный гликолиз дает опухолевым клеткам ряд преимуществ, в частности, способствует ускоренному производству АТФ: несмотря на меньшую эффективность по сравнению с окислительным фосфорилированием, гликолиз протекает скорее, что позволяет опухолевым клеткам быстро генерировать энергию, необходимую для быстрых роста и деления [6]. Также важным фактором является образование промежуточных продуктов гликолиза, которые используются в биосинтетических путях для синтеза макромолекул (нуклеотидов, липидов, аминокислот), необходимых для роста и пролиферации клеток. К этим продуктам относятся рибоза-5-фосфат и аминокислоты, такие как аспартат, глутамин и серин, необходимые для синтеза нуклеотидов, ацетил-КоА (использующийся для синтеза липидов из конечного продукта гликолиза – пирувата) [7], 3-фосфо-глицерат (который может преобразовываться в серин и затем в глицин) [8, 9], пируват (который может быть трансаминирован с образованием аланина) [10] и другие соединения.

Каким образом гипоксия влияет на гликолиз на молекулярном уровне? Важнейшую роль в регуляции этого процесса в рамках гипоксии играет индуцируемый гипоксией фактор 1 (HIF-1). В результате стабилизации данного транскрипционного фактора в условиях гипоксии происходит активация транскрипции таких его мишеней, как транспортеры глюкозы GLUT1 (SLC2A1) и GLUT3 (SLC2A3). HIF-1 непосредственно связывается с элементами, отвечающими за гипоксию (HRE), в промоторах этих генов и активирует их экспрессию на уровне как белка, так и матричной РНК (мРНК) [11, 12]. В результате увеличения экспрессии транспортеров глюкозы в клетку поступает повышенное количество субстрата гликолиза. Также HIF-1 регулирует экспрессию ферментов, участвующих в гликолизе, таких как гексокиназа, фосфофруктокиназа и лактатдегидрогеназа A (LDHA) [13], что ускоряет превращение глюкозы в лактат. Еще одной важнейшей мишенью HIF является пируватдегидрогеназа киназа 1 (PDK1) [14], катализирующая превращение пирувата в ацетил-КоА для поступления в цикл Кребса. Таким образом, HIF-1 играет главную роль в метаболической адаптации клеток к гипоксии, способствуя переключению энергетического метаболизма с окислительного фосфорилирования на менее эффективный, но не зависящий от кислорода гликолиз, что позволяет клеткам поддерживать производство АТФ и в условиях недостатка кислорода.

Ацидоз, вызванный избыточным накоплением лактата в результате гликолиза, играет важнейшую роль в опухолевой прогрессии, создавая агрессивную микросреду, способствующую выживанию, инвазии и метастазированию опухолевых клеток. Ацидоз вызывает деградацию внеклеточного матрикса за счет активации матриксных металлопротеиназ (MMP), что облегчает инвазию опухолевых клеток в окружающие ткани и их диссеминацию [15]. Ацидоз может снижать эффективность многих химиотерапевтических препаратов, таких как антрациклины, таксаны, антиметаболиты и алкилирующие агенты, поскольку некоторые из них являются слабыми основаниями и хуже проникают в кислую среду, или их активность уменьшается при низком pH [16]. Ацидоз подавляет активность окружающих опухоль иммунных клеток, таких как Т-лимфоциты и NK-клетки (NK – естественные киллеры), способствуя уклонению опухоли от иммунного надзора [17].

АДАПТАЦИЯ ОПУХОЛЕВЫХ КЛЕТОК К ГИПОКСИИ

Роль индуцируемых гипоксией факторов 1 и 2 в клеточном ответе на гипоксию

В условиях длительной гипоксии опухолевые клетки, в отличие от нормальных, эффективно адаптируются к пониженному содержанию кислорода. Особую роль в этой адаптации играют уже упомянутые факторы транскрипции из семейства HIF, которые далее будут рассмотрены более подробно. Данные факторы отвечают за выживание клеток в гипоксии и способны инициировать реаранжировку множества сигнальных каскадов. Совокупность этих явлений позволяет опухолевым клеткам приспосабливаться к недостатку кислорода, выживать, а также образовывать метастазы.

К транскрипционным факторам из семейства HIF относятся несколько белков: 3 α-субъединицы (HIF-1α, -2α и -3α) и субъединица HIF-1β (aryl hydrocarbon receptor nuclear translocator, ARNT). Эти факторы отвечают за большинство вызванных гипоксией изменений в экспрессии генов [18, 19]. HIF-1α-опосредованные изменения клеточного метаболизма способствуют росту опухоли, злокачественной прогрессии, подавлению и активации экспрессии генов, а также патологическим модификациям генома [19], тогда как HIF-2α стимулирует некоторые гены, активируемые HIF-1α [20]. HIF-1α реагирует на острую гипоксию быстрой стабилизацией и активацией генов-мишеней, тогда как HIF-2α активируется в условиях умеренной гипоксии и накапливается с течением времени [21].

При нормальной концентрации кислорода нестабильная α-субъединица HIF быстро гидроксилируется по 2 остаткам пролина в кислородзависимых областях одной из 3 пролилгидроксилаз (PHD), убиквитинируется белком Von Hippel Lindau (VHL) и становится мишенью для протеасомной деградации [22]. В условиях гипоксии стабильный HIF-1α транслоцируется в ядро и образует гетеродимер с HIF-1β, запуская скоординированную программу экспрессии генов [23]. В промоторах генов-мишеней HIF присутствуют сайты связывания данного фактора – последовательности вида 5’-RCGTG-3’, где R – это аденин или гуанин [24].

Индуцируемый гипоксией фактор 1α активирует транскрипцию большого набора генов, кодирующих белки, которые способствуют ангиогенезу (LEP, LRP1, TGFB3, VEGF), перестройке метаболизма на гликолиз (HK1, HK2, GPI, ENO1, SLC2A1, GAPDH, LDHA и др.), пролиферации (CCNG2, IGF2, IGFBP1, IGFBP2, IGFBP3, WAF1, TGFA и др.), выживаемости (ADM, EPO, NOS2 и др.), лекарственной устойчивости (ABCB1, ABCC1 и др.), перестройке внеклеточного матрикса (CATHD, COL5A1, FN1, MMP2, SERPINE1 и др.), повышению подвижности клеток, инвазии и метастазированию (MET, LRP1, TGFA, SNAI1 и др.) [25]. HIF-1α принимает непосредственное участие в регуляции апоптоза и может действовать и как про-, и как антиапоптотический фактор в зависимости от условий эксперимента и типа клеток [26]. Так, результаты исследования H. Suzuki и соавт. на клетках рака молочной железы (РМЖ) продемонстрировали, что при апоптозе, индуцированном гипоксией, активировались 2 различные формы HIF-1α – фосфорилированная и дефосфорилированная [27]. Фосфорилированный HIF-1α был основной формой, которая связывалась с HIF-1β, вызывая соответствующее повышение транскрипции таргетных генов, при этом эктопическая экспрессия HIF-1β последовательно усиливала фосфорилирование HIF-1α зависимым от связывания образом. Напротив, дефосфорилированная форма HIF-1α была основной формой, которая связывалась с p53, стабилизируя его и индуцируя апоптоз.

Гиперэкспрессия HIF считается неблагоприятным прогностическим фактором [28]. Как сообщалось в различных исследованиях, гиперэкспрессия HIF-1α в значительной степени коррелирует с неблагоприятным исходом и более низкими показателями выживаемости у пациентов с РМЖ [29, 30], гепатоцеллюлярной карциномой [31], раком поджелудочной железы [32], легкого [33], желудка [34] и другими видами новообразований. HIF-1α и его мишень фактор роста эндотелия сосудов (VEGF) участвуют в развитии химио- и радиорезистентности опухолей [35]. Экспрессия HIF-1α увеличивается в зависимости от градации опухоли, она выше при менее дифференцированных опухолях, чем при хорошо дифференцированных новообразованиях [36, 37].

Повышенный уровень HIF-1α связан с метастазированием в регионарные лимфатические узлы, кости, отдаленные органы. Повышенная экспрессия HIF-1α фиксируется в биоптатах метастатических поражений у больных РМЖ [28], раком легкого [38, 39], колоректальным раком [40] и другими нозологиями и коррелирует с неблагоприятным исходом.

Сигнальный каскад Snail и его роль в адаптации к гипоксии

Snail и эпителиально-мезенхимальный переход. Гипоксия и метастазирование непосредственно связаны с эпителиально-мезенхимальным переходом (ЭМП) – последовательностью событий, приводящих к быстрым и часто обратимым изменениям фенотипа клетки. После ЭМП снижается межклеточная адгезия и резко увеличивается подвижность клеток, как результат, развивается способность к активной инвазии и метастазированию на фоне повышенной устойчивости к апоптотическим воздействиям [41]. Ключевым событием в активации ЭМП является подавление Е-кадгерина, ответственного за формирование межклеточных контактов посредством участия белков из семейства Snail [42].

Суперсемейство факторов транскрипции Snail включает семейства SNAIL и SCRATCH [43]. Три белка из семейства SNAIL, экспрессирующиеся в клетках позвоночных, получили название SNAIL (SNAI1), SLUG (SNAI2) и SMUC (SNAI3). Все члены этого семейства кодируют факторы транскрипции типа цинковых пальцев. Они имеют схожую организацию высококонсервативного С-концевого домена, который содержит от 4 до 6 цинковых пальцев типа C2H2 (в разном количестве в различных гомологах) и связывается с последовательностью E-box 5’-CACCTG-3’ (или в обратной форме 5’-CAGGTG-3’) в промоторах таргетных генов [43].

Механизм транскрипционной репрессии Snail выглядит следующим образом: Snail связывается с E-боксами промотора гена E-кадгерина (CDH1), привлекает в промоторную область комплексы с гистондеацетилазной активностью, в частности комплекс Sin3A/HDAC1/HDAC2, вызывающий деацетилирование гистонов, которое ассоциировано с более плотной структурой хроматина и подавлением транскрипции [44]. Также Snail способен рекрутировать комплекс PRC2 (polycomb repressive complex), который отвечает за триметилирование лизина 27 в гистоне H3 (H3K27me3), что является репрессивной эпигенетической меткой и приводит к долгосрочному подавлению экспрессии гена CDH1 [45]. Экспрессия и активность Snail регулируются рядом сигнальных путей, в том числе фактора некроза опухоли (TNF) α [46], трансформирующего фактора роста β (TGF-β) [47], Wnt [48], STAT3 [49], а также HIF-1α [50].

Повышенная экспрессия Snail и сниженная экспрессия Е-кадгерина – прогностические факторы, ассоциированные, как и в случае с HIF-1α, с низкой выживаемостью пациентов с различными онкологическими заболеваниями [51, 52].

Snail и HIF-1. Как уже отмечалось выше, гипоксия приводит к стабилизации и активации HIF-1 в опухолевых клетках. Активированный HIF-1 связывается с промоторной областью гена SNAI1 и активирует его транскрипцию. Способность HIF-1 активировать экспрессию SNAI1 на транскрипционном уровне посредством связывания HIF-1α с респонсивными элементами промотора гена SNAI1 показана для опухолей различных локализаций [50, 52–54]. Соответствующее подавление Е-кадгерина в условиях гипоксии, сопровождающееся повышением миграционного потенциала, также продемонстрировали результаты ряда работ [55–57]. Поскольку Snail является ключевым регулятором ЭМП, HIF-1 способствует активации ЭМП в опухолевых клетках, что является критическим этапом в метастазировании, позволяя неопластическим клеткам отделяться от первичной опухоли, проникать в окружающие ткани и кровеносные сосуды и колонизировать отдаленные участки.

Snail и транскрипционный ядерный фактор κB. Snail играет большую роль в развитии лекарственной устойчивости и гормональной резистентности (в случае гормонозависимых опухолей). Результаты экспериментов in vitro продемонстрировали, что развитие гормональной резистентности коррелирует с увеличением экспрессии и активности Snail. Также установлено участие Snail в негативной регуляции эстрогенового рецептора (ER) и снижении гормональной чувствительности опухолевых клеток. Обнаружено, что транскрипционный ядерный фактор κB (NF-κB) активирует Snail в клетках РМЖ, а одновременное ингибирование NF-κB и Snail частично восстанавливает гормональную зависимость [58].

Результаты многочисленных исследований продемонстрировали феномен активации NF-κB в условиях гипоксии [59, 60]. При этом в промоторе гена NF-κB (NFKB1) отсутствуют HRE, что свидетельствует о непрямом влиянии гипоксии на этот фактор, без непосредственного участия HIF-1. В то же время в промоторе HIF1A присутствуют NF-κB-респонсивные сайты, что говорит о тесной взаимной регуляции HIF-1 и NF-κB [61].

Сигнальный путь STAT3 и его роль в адаптации к гипоксии

Одним из факторов, тесно связанных с активацией Snail, является STAT3 – транскрипционный фактор, под контролем которого находятся ключевые сигнальные белки клетки. В активации STAT3 участвует партнер Snail – компонент комплекса PRC2 лизинметилтрансфераза EZH2. На клетках глиобластомы было показано, что EZH2 связывается со STAT3 и метилирует его, что приводит к усилению фосфорилирования и повышению активности STAT3 [62]. В ходе исследования Q. Xie и соавт. на клетках рака легкого выявлено, что лактат, продуцируемый опухолевыми клетками, стимулирует экспрессию рецептора лактата GPR81, а также повышает активность Snail и индуцирует сборку комплекса Snail/EZH2/STAT3, причем в этом тройном комплексе активность STAT3 значительно усиливается [63]. С учетом накопления лактата в условиях гипоксии подобный путь активации Snail и STAT3 может играть большую роль в регуляции выживаемости опухолевых клеток в гипоксии.

Snail может активировать STAT3 путем влияния на каскад PI3K/AKT/mTOR. Известно, что данный каскад косвенным образом активирует STAT3 через киназы BMX (bone marrow X-linked kinase), которые фосфорилируют STAT3, а также через тирозинкиназные рецепторы, такие как рецептор эпидермального фактора роста (EGFR). Y. Li и соавт. в ходе исследования на клетках рака шейки матки выявили, что нокдаун BMX блокирует прохождение клеточного цикла и ингибирует экспрессию p-STAT3 и p-AKT [64]. При этом Snail является активатором каскада PI3K/AKT/mTOR посредством отрицательной регуляции транскрипции опухолевого супрессора PTEN [65] – ингибитора каскада PI3K/AKT/mTOR [66]. Таким образом, Snail способен активировать STAT3 с помощью ряда косвенных механизмов.

STAT3, в свою очередь, является активатором Snail. Результаты работы M. Saitoh и соавт. показали, что гиперэкспрессия STAT3 усиливает индукцию Snail, тогда как опосредованный малыми интерферирующими РНК (siРНК) нокдаун STAT3 ингибировал ее [49]. С помощью направленного мутагенеза авторы продемонстрировали, что замена Tyr 705 на фенилаланин в молекуле STAT3 приводит к неспособности мутантного STAT3 активировать Snail, при этом гиперэкспрессия PIAS3 – белкового ингибитора активированного STAT3 – подавляет индукцию промотора SNAI1 под действием TGF-β и Ras.

STAT3 может активировать Snail не только путем влияния на вышестоящие регуляторы, такие как TGF-β, но и непосредственно/опосредованно воздействуя на транскрипцию SNAI1. На клетках атипичной тератоидной/рабдоидной опухоли с резистентностью к цисплатину продемонстрирована способность STAT3 связываться с промотором SNAI1 и активировать его транскрипцию [67]. При этом в ходе исследования J. Xiao и соавт. на клетках РМЖ выявлено, что предполагаемые STAT3-связывающие элементы в промоторных областях SNAI1 не требуются для STAT3-опосредованной индукции Snail, однако для нее необходимы кофакторы, такие как L3MBTL3 (histone methyl-lysine binding protein 3) [68]. Авторы показали, что белок L3MBTL3 взаимодействует со STAT3 и рекрутирует STAT3 на промотор SNAI1, повышая уровни транскрипции SNAI1 и способствуя метастазированию.

Общие характеристики белков STAT. Семейство белков STAT насчитывает 7 членов, кодируемых генами, расположенными на 3 хромосомах: 2-й (STAT1, STAT4), 12-й (STAT2, STAT6) и 17-й (STAT3, STAT5A, STAT5B). Впервые эти белки описаны в работе J. E. Darnell, посвященной идентификации факторов, вовлеченных в экспрессию генов, регулируемых интерфероном (IFN) [69]. Наибольшим онкогенным потенциалом из этого семейства в солидных опухолях обладает STAT3 (онкогенная роль STAT5A и STAT5B чаще изучается в контексте гематологических опухолей). Гиперэкспрессия STAT3 характерна для различных типов опухолей, таких как РМЖ [70], рак предстательной железы [71], легкого [72] и других нозологий, и связана с неблагоприятным прогнозом, метастазированием и резистентностью к химио- и радиотерапии.

Белки STAT находятся в латентном состоянии в цитоплазме до тех пор, пока не будут активированы внеклеточными лигандами, включая различные цитокины и факторы роста, такие как IFN, EGF, интерлейкин (IL) 5, IL-6, фактор роста гепатоцитов (HGF), лейкемия-ингибирующий фактор (LIF) и BMP2 [69, 73]. Связывание этих внеклеточных лигандов с их специфическими рецепторами приводит к активации различных тирозинкиназ (TK), включая рецепторные и нерецепторные TK, такие как SRC и ABL, которые могут напрямую фосфорилировать STAT в отсутствие лиганда [74]. TK фосфорилируют один остаток тирозина каждой молекулы STAT, после чего следует гомо- или гетеродимеризация STAT через остатки фосфорилированных тирозинов в доменах Src-гомологии 2 (SH2) с последующей транслокацией в ядро образовавшихся димеров и активацией транскрипции таргетных генов [75].

Активное участие в регуляции STAT3 принимают киназы JAK – ТК нерецепторного типа, фосфорилирующие белки STAT [76]. Одним из ключевых активаторов каскада JAK/STAT3 считается IL-6. Повышенные уровни данного IL наблюдаются в условиях хронического воспаления при таких заболеваниях, как ревматоидный артрит, и у пациентов с гематопоэтическими злокачественными новообразованиями и солидными опухолями [77]. IL-6 посредством активации STAT3 повышает экспрессию таргетных генов STAT3, при этом STAT3 в свою очередь активирует экспрессию IL-6, создавая петлю положительной обратной связи [78].

Сайтами связывания STAT3 являются последовательности вида TTCCCGAA [79], расположенные в промоторах таргетных генов. STAT3 участвует в регуляции клеточного цикла, индуцируя экспрессию ключевых генов для перехода от фазы G1 к фазе S, таких как CCND1 [80]. Помимо этого, аберрантная активация каскада STAT3 приводит к увеличению транскрипции генов-мишеней, контролирующих пролиферацию (BCL2, BCL2L1, BIRC5, CCND1, MYC и MCL1), ангиогенез (HIF1A и VEGF), ЭМП (VIM, TWIST1, MMP9 и MMP7) и ряд других процессов, связанных с опухолевой прогрессией [81].

Регуляция STAT3 в гипоксии. В условиях гипоксии существенно возрастает секреция клетками опухоли провоспалительных цитокинов, таких как IL-6, которые являются мощными активаторами сигнального пути JAK-STAT. Так, C. Fan и соавт. выявили, что HIF-1α непосредственно связывается с промотором IL6 в B-клетках и активирует транскрипцию данного гена [82]. Кроме того, гипоксия приводит к увеличению продукции активных форм кислорода (АФК), которые инактивируют фосфатазы, ответственные за дефосфорилирование JAK и STAT, тем самым поддерживая активированное состояние последних [83].

В случае хронической гипоксии, как правило, наблюдаются чередующиеся циклы гипоксии и реоксигенации (H/R), которые, помимо повышения уровней АФК, также способствуют активации STAT3, благодаря связыванию STAT3 c белками Rac1 и PKC [84]. Гуанозинтрифосфатаза Rac1 – субъединица НАДФН-оксидазы – может активировать экспрессию IL6 и, таким образом, влиять на активацию STAT3 [85]. Помимо этого, N-концевой домен активированного Rac1 (Rac1-GTP) может непосредственно связываться со спирально-спиральным (coiled-coil) доменом STAT3 как в мембране, так и в ядре и способствовать фосфорилированию STAT3 по остаткам тирозина (Y705) и серина (S727) [84].

Гипоксия и фактор 2, связанный с ядерным фактором эритроида

Наряду с HIF-1, важным фактором, индуцируемым гипоксией, является фактор 2, связанный с ядерным фактором эритроида (nuclear factor erythroid 2-related factor 2, NRF2). В развитых солидных опухолях состояние гипоксии, как правило, развивается на фоне выраженного окислительного стресса. Ключевые функции NRF2 в опухолевой клетке – защита от окислительного стресса и поддержание клеточной выживаемости; он является главным регулятором антиоксидантной защиты [86]. Необходимо отметить, что повышенная экспрессия NRF2 в образцах опухолей связана с плохим прогнозом и устойчивостью к терапии, как было продемонстрировано в случае РМЖ [87], рака легкого [88], желудка [89] и других злокачественных новообразований.

Фактор 2, связанный с ядерным фактором эритроида, представляет собой транскрипционный фактор, связывающийся с регуляторными элементами генов-мишеней – элементами антиоксидантного ответа (antioxidant response element, ARE). Это последовательности вида RTGACNNNGC (R – пурин (А или G), N – любой нуклеотид) [90]. Активированный NRF2 перемещается в ядро и образует гетеродимер с небольшими белками семейства Maf (small Maf proteins). Комплекс NRF2/sMAF связывается с последовательностями ARE в промоторах таргетных генов, инициируя транскрипцию [91]. В нормальных клетках NRF2 препятствует канцерогенезу, однако в опухолевых клетках он обладает онкогенными свойствами, способствуя росту и прогрессии опухоли [92, 93]. Активность NRF2 регулируется на посттрансляционном уровне с помощью его негативного регулятора KEAP1 (Kelch-like ECH-associated protein 1), который действует как адаптерный белок, связывающийся при нормальном уровне кислорода с комплексом Cul3/RBX1 и опосредующий деградацию NRF2 в протеасоме посредством убиквитинирования. При стрессовом сигнале активные формы кислорода, ксенобиотики и другие стимулы взаимодействуют с чувствительными цистеиновыми остатками в молекуле KEAP1, что приводит к изменению конформации и диссоциации от NRF2 [94]. В результате этих событий NRF2 накапливается в ядре и индуцирует транскрипцию таргетных генов, к которым относятся такие гены, как NOTCH1, НК2, РКМ (пролиферация, выживаемость, изменение метаболизма), BCL2, ABCC1, ABCG2 (устойчивость к терапии), VEGF (ангиогенез), NOTCH1, HMOX1 (ЭМП, метастазирование) [95–99].

Как связаны NRF2 и HIF-1α? NRF2 может непосредственно связываться с элементами ARE в промоторе гена HIF1A и индуцировать экспрессию HIF-1α. Некоторые гены-мишени NRF2, такие как TRX1 (тиоредоксин 1) и NQO1 (НАД(Ф)Н-хиноноксидоредуктаза 1), способны усиливать накопление и стабилизацию HIF-1α путем влияния на окислительно-восстановительный баланс клетки, что благоприятствует ингибированию PHD – ферментов, ответственных за деградацию HIF-1α. Также известно, что NRF2 может напрямую взаимодействовать с этим фактором, препятствуя связыванию последнего с PHD, что вызывает накопление HIF-1α [100]. Таким образом, повышение активности NRF2 вследствие накопления АФК в условиях хронической гипоксии в ряде случаев способствует увеличению экспрессии и стабильности HIF-1α и адаптации к условиям окислительного стресса и выживанию. Соответственно, ингибирование NRF2 в опухолях с повышенной экспрессией HIF и NRF2 может быть эффективной стратегией лечения больных с гипоксическими опухолями. Например, брусатол – ингибитор белка NRF2 – препятствует индуцируемому гипоксией накоплению HIF-1α и снижает потребление глюкозы в клетках рака толстой и прямой кишок [101].

Гипоксия и регуляторы стволовости OCT4, SOX2 и NANOG

В адаптации опухолевых клеток к хронической гипоксии играют важнейшую роль и регуляторы стволовости опухолевых клеток – такие белки, как OCT4 (POU5F1), SOX2 и NANOG.

OCT4 (octamer-binding transcription factor 4) – транскрипционный фактор, необходимый для поддержания плюрипотентности стволовых клеток; в опухолевых клетках он отвечает за самообновление и способствует выживанию и лекарственной устойчивости. SOX2 (SRY-box transcription factor) часто действует в комплексе с OCT4, образуя гетеродимеры, усиливая транскрипцию общих генов-мишеней, включая NANOG, SOX2 и OCT4, что также поддерживает стволовость. NANOG регулируется комплексом OCT4/ SOX2 [102]. Этот фактор, как и SOX2 и OCT4, определяет судьбу не только плюрипотентных, но и опухолевых клеток. NANOG, SOX2 и OCT4 являются маркерами опухолевых стволовых клеток (ОСК); их экспрессия в опухолях повышается, что приводит к формированию фенотипа, устойчивого к стрессу, включая гипоксию, и к возобновлению роста опухоли после лечения [103]. Повышенная экспрессия данных белков связана с низкими показателями выживаемости больных и неблагоприятным прогнозом [104, 105].

Стволовость опухолевых клеток – основная биологическая причина устойчивости опухоли к лечению и ее способностей к возобновлению роста и распространению. Согласно сложившейся концепции ОСК лишь небольшая субпопуляция клеток внутри опухоли обладает ключевыми свойствами, характерными для нормальных стволовых клеток: самообновлением и способностью к дифференцировке [103]. В условиях гипоксии не только HIF-1α, но и гомологичный фактор HIF-2α связывается с элементами ответа на гипоксию в промоторах генов OCT4, SOX2 и NANOG, что способствует усиленной транскрипции этих генов, индуцируя фенотип ОСК в ответ на низкие уровни кислорода [106, 107]. HIF-1α является мощным индуктором факторов ЭМП (Snail и TWIST), активируя транскрипцию этих генов через респонсивные участки в их промоторах. Последние не только способствуют инвазии и метастазированию, но и могут положительно регулировать экспрессию OCT4, SOX2 и NANOG, создавая петлю обратной связи, которая стабилизирует фенотип ОСК [108]. STAT3, активированный в условиях гипоксии, перемещается в ядро и выступает в роли коактиватора транскрипции OCT4, SOX2 и NANOG, связываясь с промоторами данных генов, делая ОСК устойчивыми к гипоксии и химиотерапии. Результаты исследования D. V. Do и соавт. продемонстрировали, что STAT3 напрямую связывается с дистальными энхансерами Oct4 и Nanog, модулируя их экспрессию для поддержания плюрипотентности эмбриональных и индуцированных плюрипотентных стволовых клеток мышей [109]. Гены стволовости также позитивно регулируют STAT3/Snail. Так, в ходе исследования на клетках рака яичников, проведенного S. Liu и соавт., было обнаружено, что NANOG вызывает ЭМП и химиорезистентность через активацию сигнального пути STAT3, что приводит к изменению маркеров ЭМП, включая повышение уровня экспрессии Snail [110].

Согласно приведенным выше данным можно подвести некий промежуточный итог. Адаптация опухолевых клеток к хронической гипоксии, а именно приобретение клетками, устойчивыми к гипоксии, фенотипа агрессивности, увеличение их выживаемости, развитие их способности к метастазированию, а также устойчивости к химиотерапии и радиотерапии являются результатом скоординированной перестройки многочисленных сигнальных путей, которые, как правило, подразумевают активацию, стабилизацию и накопление HIF-1α. Участвуют в этой перестройке как гены-мишени HIF-1α, тесно связанные друг с другом взаимной положительной регуляцией, – STAT3, Snail, гены плюрипотентности, так и альтернативные регуляторы, в частности NRF2, которые позволяют клеткам справляться с действием АФК, вырабатываемым вследствие гипоксии, и в то же время способствуют активации HIF-1α.

Взаимосвязь ключевых компонентов сигнальных путей, определяющих адаптацию к гипоксии посредством своей реаранжировки и гиперактивации, а также последствия активации этих каскадов представлены на рис. 1. Важнейшим следствием адаптации опухолевых клеток к гипоксии является активация ЭМП посредством участия Snail и его положительного регулятора STAT3. В результате клетки, выжившие в условиях опухолевой гипоксии, колонизируют новые метастатические ниши, а ведь именно метастазирование может считаться основной причиной смерти онкологических пациентов.

 

Рис. 1. Взаимосвязь и биологические эффекты гиперактивации сигнальных путей, реаранжировка которых способствует развитию устойчивости опухолевых клеток к гипоксии. АФК – активные формы кислорода; ЭМП – эпителиально-мезенхимальный переход; NRF2 – фактор 2, связанный с ядерным фактором эритроида 2; HIF-1α – индуцируемый гипоксией фактор 1α

Fig. 1. Interplay and biological effects of hyperactivation of signaling pathways rearrangement of which promotes resistance of tumor cells to hypoxia. ROS – reactive oxygen species; EMT – epithelial-mesenchymal transition; NRF2 – nuclear factor erythroid 2-related factor 2; HIF-1α – hypoxia-inducible factor 1α

 

Таким образом, очевидно, что для эффективной борьбы с онкологическими заболеваниями, для которых характерны гипоксические условия, необходим поиск подходов к сенсибилизации к гипоксии тех клеток, которые уже приобрели устойчивость к недостатку кислорода вследствие реаранжировки ключевых сигнальных путей. Ниже будут рассмотрены ингибиторы этих каскадов. Известно, что основной парадигмой эффективности противоопухолевой терапии является необходимость воздействия как минимум на несколько компонентов сигнальных путей, поскольку воздействие лишь на один из них приводит к компенсаторной активации каскадов в обход мишени. Вероятно, поиск комбинации нескольких ингибиторов из числа препаратов, представленных в следующем разделе, может послужить основой для эффективной борьбы с устойчивыми к гипоксии опухолями с учетом вклада каскадов STAT3, Snail, NRF2, OCT4, SOX2 и NANOG в развитие этой устойчивости.

ИНГИБИТОРЫ, КОТОРЫЕ МОГУТ ИСПОЛЬЗОВАТЬСЯ ДЛЯ СЕНСИБИЛИЗАЦИИ ОПУХОЛЕВЫХ КЛЕТОК К ГИПОКСИИ

Ингибиторы индуцируемого гипоксией фактора 1α

Один из подходов к ингибированию HIF-1α подразумевает использование активаторов PHD, к которым отсносится α-кетоглутарат. Как уже было сказано выше, они гидроксилируют HIF-1α в нормоксических условиях и запускают его деградацию в протеасомах. PHD – это ферменты, относящиеся к α-кетоглутаратзависимым диоксигеназам и являющиеся членами суперсемейства негемовых железодиоксигеназных ферментов. PHD неактивны в условиях гипоксии, однако в присутствии кислорода и α-кетоглутарата они преобразуют остатки пролина в молекуле HIF-1α в гидроксипролин с образованием CO2 и сукцината [111]. При этом было показано, что ингибированные в условиях гипоксии PHD могут быть реактивированы при обработке клеток этерифицированным α-кетоглутаратом. Такая обработка приводила к подавлению HIF-1α, снижению индуцированного гипоксией гликолиза и PHD-опосредованной гибели клеток in vitro [112].

Рассматривается применение химиопрофилактического и химиотерапевтического соединения природного происхождения – 3,3’-дииндолилметана (DIM) – для подавления HIF-1α. На клетках линий MDA-MB-231 и HepG2 показано, что данное соединение, содержащееся в больших концентрациях в овощах семейства крестоцветных, эффективно подавляет вызванное гипоксией накопление уровня HIF-1α в опухолевых клетках, что приводит к снижению уровня экспрессии генов-мишеней HIF-1α, таких как VEGF, ENO1, PFKM и др. [113]. Механизм действия DIM основан на стимулировании деградации HIF-1α в протеасомах даже в условиях гипоксии, а также на подавлении транскрипционной его активности и путем влияния на положительные регуляторы данного фактора, такие как каскады Akt/mTOR и NF-κB.

Акрифлавин (акридин) – органическое соединение, относящееся к классу акридиновых красителей, смесь трипафлавина (3,6-диамино-10-метилакридиния хлорида) и профлавина (3,6-диаминоакридина), которое много лет использовалось как антибактериальное средство и антисептик. В настоящее время он исследуется как потенциальный препарат для противоопухолевой терапии, в основном благодаря его способности ингибировать HIF-1α. Акрифлавин напрямую связывается с субъединицами HIF-1α и HIF-2α, препятствуя их димеризации с HIF-1β [114]. Это соединение показало свою эффективность в ходе доклинических исследований на широком спектре злокачественных новообразований, включая колоректальный рак [115], рак мозга [116], гепатоцеллюлярный рак [117] и другие новообразования.

Еще одним подходом, который может использоваться для ингибирования как HIF-1, так и HIF-2, является использование циклических пептидов cyclo-CKLIIF, которые нарушают функцию этих факторов транскрипции, ингибируя взаимодействие HIF-1α и HIF-2α с HIF-1β. A. T. Ball и соавт. с использованием высокопроизводительной платформы скрининга идентифицировали лидерные циклические гексапептиды с максимальным сродством к PAS-B-домену HIF-1α и HIF-2α, которые в комбинации с фармакофором эффективно ингибировали HIF-1α, HIF-2α и их таргетные гены VEGF и CAIX в подвергнутых гипоксии клетках РМЖ (MCF-7) и рака поджелудочной железы (Panc-1), а также в клетках рака шейки матки (HeLa) [118].

Ингибиторы Snail

Одним из наиболее перспективных ингибиторов Snail является Cyd19 – малая молекула, направленная на Snail и гистондеацетилазу 1 (HDAC1). Cyd19 с высокой эффективностью связывается с консервативным карманом Snail, содержащим аргинин-174, и нарушает взаимодействие Snail-CBP/p300 [119]. Взаимодействие Snail с CBP/p300 необходимо для ацетилирования Snail, подавление ацетилирования приводит к деградации Snail через убиквитин-протеасомный путь [120].

В качестве потенциальных ингибиторов Snail рассматриваются ингибиторы протеасом, хотя в целом их роль в регуляции ответа опухолевых клеток на гипоксию довольно противоречива. С одной стороны, деградация Snail происходит с участием протеасом, и ингибирование последних может стабилизировать Snail (как в случае применения MG-132 [121]). С другой стороны, известны примеры, когда некоторые протеасомные ингибиторы, такие как NPI-0052 (салиноспорамид А), косвенно приводили к ингибированию Snail, взаимодействуя с компонентами других сигнальных путей. Так, согласно данным, полученным S. Baritaki и соавт., ингибитор протеасом NPI-0052 снижает уровень экспрессии как NF-κB, так и Snail и индуцирует экспрессию RKIP, что приводит к сенсибилизации клеток к CDDP и TRAIL [122].

Еще одним подходом к подавлению Snail является ингибирование деубиквитиназы DUB3, которая защищает Snail от протеасомной деградации, удаляя с молекулы убиквитиновые метки. Одним из ингибиторов DUB3 является малая молекула WP1130. Показано, что это соединение вызывает деградацию Snail, что приводит к подавлению роста и миграции клеток РМЖ [123, 124].

Ингибиторы XPO1/CRM1 (exportin 1/chromosomal region maintenance 1), также известные как селективные ингибиторы ядерного экспорта (SINE), оказывают существенное влияние на активность Snail [125]. Белок Snail содержит последовательность ядерного экспорта (NES), которая позволяет XPO1/CRM1 связываться с ним и транспортировать его из ядра в цитоплазму. При различных патологических состояниях, включая злокачественные опухоли, наблюдается повышенная экспрессия XPO1/CRM1 [126, 127]. Это приводит к усиленному экспорту многих белков из ядра, включая опухолевые супрессоры (например, p53, p21, FOXO3a), и, что важно, белка Snail [128]. Ингибиторы XPO1/CRM1, такие как селинексор (Selinexor, KPT-330), KPT-185 и лептомицин B (LMB), способствуют накоплению Snail в ядре, что в итоге приводит к его деградации [125].

Из известных противоопухолевых соединений к отрицательным регуляторам Snail можно отнести кверцетин и метформин. J. H. Chang и соавт. на клеточных линиях немелкоклеточного рака легкого показали, что кверцетин ингибирует экспрессию Snail и других белков, связанных с ЭМП: Slug, Twist, N-кадгерина [129]. На клеточных линиях рака легкого и РМЖ продемонстрировано, что метформин вызывает снижение уровня экспрессии Snail и Slug и приводит к повышению уровня экспрессии E-кадгерина – ключевого эпителиального маркера [130].

Ингибиторы STAT3

Ингибиторы STAT3 могут действовать путем предотвращения фосфорилирования STAT3 по остатку тирозина-705 (Y705) протеинкиназами, такими как JAK или Src, или предотвращения димеризации, ядерной транслокации, связывания с ДНК и/или стимулирования убиквитинзависимой деградации [131].

Одним из наиболее изученных ингибиторов STAT3 является Stattic (6-нитро-1-бензотиофен 1,1-диоксид) – малый молекулярный ингибитор, связывающийся с SH2-доменом STAT3 и предотвращающий фосфорилирование, димеризацию и проникновение в ядро. Stattic приводит к подавлению экспрессии генов, регулируемых STAT3, и к апоптозу в STAT3-зависимых опухолевых клетках [132], а также потенцирует эффективность химиотерапевтических средств, таких как доксорубицин [133], повышает чувствительность опухолевых клеток к облучению [134, 135].

WP1066 ((S, E)-3-(6-бромпиридин-2-ил)-2-циано-N-(1-фенилэтил)акриламид) предотвращает димеризацию STAT3 и ядерную транслокацию, а также стабилизирует неактивную конформацию STAT3. WP1066 активен в отношении опухолей различных типов с гиперэкспрессией STAT3, включая почечно-клеточный рак [136], рак мочевого пузыря [137], яичников [138], РМЖ [139] и др.

5,15-DPP (5,15-дифенилпорфирин) нарушает фосфорилирование STAT3, взаимодействуя с его доменом SH2. При этом 5,15-DPP не только вызывает подавление STAT3, но и снижает уровень HIF-1α, что подтверждает регуляцию экспрессии HIF-1α со стороны STAT3 [140].

Еще одним перспективным ингибитором STAT3 является никлозамид – соединение, описанное в 1950-х годах как противогельминтное средство. Впоследствии выявлены его противоопухолевые эффекты, связанные не только с подавлением STAT3 (препарат препятствует димеризации STAT3 и ядерной транслокации, нарушая его взаимодействие с коактиваторами), но и с воздействием на вышележащие сигнальные пути [141]. X. Ren и соавт. провели репортерный анализ и выявили, что никлозамид является сильным ингибитором STAT3 и подавляет его транскрипционную активность [142]. Показано, что этот препарат ингибирует образование сфероидов РМЖ и индуцирует апоптоз in vitro и рост опухоли in vivo [143]. Помимо этого, никлозамид подавляет сигнальные каскады Wnt/β-катенин [144], mTORC1 [145], Akt, ERK, Src и ингибирует ЭМП [146].

Еще одним перспективным ингибитором STAT3 является галиеллалактон – метаболит грибов, малая молекула, которая ковалентно связывается с остатками цистеина Cys-367, Cys-468, Cys-542. Это ковалентное взаимодействие препятствует связыванию STAT3 с ДНК и не зависит от статуса фосфорилирования STAT3 [147]. На клетках рака предстательной железы было показано, что галиеллалактон индуцирует апоптоз в p-STAT3-положительных клетках рака предстательной железы (андроген-нечувствительных DU145 и PC-3), но не в клетках, лишенных p-STAT3 (андроген-чувствительных LNCaP). Примечательно, что модифицированные соединения на основе этого препарата эффективны в отношении клеток трижды негативного РМЖ и подавляют фосфорилирование STAT3 [148].

Ингибиторы фактора 2, связанного с ядерным фактором эритроида

Существует несколько ингибиторов NRF2, которые можно рассматривать в контексте сенсибилизации клеток к гипоксии. Упомянутый выше брусатол –наиболее изученный природный ингибитор NRF2, природное соединение, относящееся к классу квассиноидов (тетрациклических тритерпеноидов). Его выделяют из растения Brucea javanica, которое традиционно используется в китайской медицине [149]. Брусатол ускоряет деградацию NRF2 за счет стимуляции убиквитинирования данного белка, а также нарушения его трансляции [150]. Снижение уровня NRF2 приводит к подавлению экспрессии его нижестоящих генов-мишеней, которые кодируют ферменты антиоксидантной защиты (например, ферменты синтеза глутатиона, гемоксигеназу-1) и белки, участвующие в детоксикации и выведении лекарств. Подавление антиоксидантной защиты делает опухолевые клетки более уязвимыми к АФК [151]. Брусатол повышает чувствительность широкого спектра опухолевых клеток к традиционным химиотерапевтическим препаратам (например, цисплатину, гемцитабину, иринотекану), способствует индукции апоптоза и ферроптоза и рассматривается как перспективный адъювантный химиотерапевтический препарат [152, 153]. Исследования in vitro и in vivo демонстрируют эффективность данного препарата в качестве адъювантного средства при лечении рака легкого, поджелудочной железы, колоректального рака, рака печени и других новообразований [154].

Еще одним природным ингибитором NRF2 является триптолид – дитерпеноид, основной активный компонент китайского травянистого растения Trypterigium wilfordii. Данное соединение обладает мощной противовоспалительной, иммуносупрессивной и противоопухолевой активностью [155]. В нормальных клетках при невысоких концентрациях триптолид активирует NRF2, однако в опухолевых клетках он действует как ингибитор NRF2, способствуя его ядерному экспорту и деградации в цитоплазме [156]. Ингибирование NRF2 триптолидом блокирует антиоксидантный ответ, что приводит к накоплению АФК и в конечном счете вызывает апоптоз и повышает чувствительность опухолевых клеток к химиотерапии, поскольку активация NRF2 может положительно регулировать HIF-1α и, наоборот, триптолид способен сенсибилизировать к гипоксии устойчивые к ее действию опухолевые клетки. Более того, данное соединение является и ингибитором NF-κB [157].

К ингибиторам NRF2 относится также ML385 – низкомолекулярное синтетическое соединение, которое связывается с белком NRF2 через домен Neh1 и ингибирует способность NRF2 взаимодействовать со своим кофактором sMAF и связываться с регуляторными последовательностями ДНК (ARE); в результате блокируется транскрипционная активность NRF2 и подавляется экспрессия его целевых генов. Эффекты соединения (подавление клеточного роста и сенсибилизация к химиотерапевтическим препаратам) продемонстрированы на клетках немелкоклеточного рака легкого [158], плоскоклеточного рака головы и шеи [159] и др. Исследовано влияние ML385 на индуцированную гипоксией химиорезистентность клеток РМЖ MDA-MB-231 [160]. Обнаружено, что гипоксия заметно повышает уровень экспрессии NRF2 и гемоксигеназы-1, при этом обработка ML385 нивелировала эти эффекты и дозозависимым образом подавляла индуцированную гипоксией резистентность клеток к доксорубицину, цисплатину и олапарибу, а также ингибировала экспрессию маркеров стволовости (NOTCH1, SOX9, NANOG и OCT4).

Ингибиторы OCT4, SOX2 и NANOG

К числу ингибиторов OCT4 относится транс-ретиноевая кислота (all-trans retinoic acid, ATRA). ATRA связывается с рецептором ретиноевой кислоты α (RARα) и активирует ERK, что приводит к индукции тестикулярного ядерного рецептора (TR2) – ингибитора транскрипции гена OCT4 – и в результате вызывает дифференцировку клеток [161]. Результаты исследования C. S. Lu и соавт. продемонстрировали, что ATRA подавляет экспрессию OCT4 и повышает чувствительность клеток рака мочевого пузыря к цисплатину, причем комбинация цисплатина и ATRA была более эффективна, чем цисплатин в монорежиме [162].

Еще одно соединение – KRIBB53 (2’,4-dihydroxy-3, 4’,6’-trimethoxychalcone) – было идентифицировано как ингибитор OCT4 посредством скрининга химической библиотеки с использованием репортерной конструкции, кодирующей люциферазу под контролем OCT4. J. Jung и соавт. выявили, что данное соединение ингибирует экспрессию OCT4 и его таргетных генов NANOG и USP44 в плюрипотентных клетках эмбриональной карциномы NCCIT [163]. С использованием различных методов продемонстрировано непосредственное связывание ингибитора с мишенью OCT4, также показано in vivo, что введение KRIBB53 мышам с ксенотрансплантированными клетками NCCIT уменьшает объем опухолей на 77 %.

Описан также ингибитор OCT4 – производное триптофана ITE (2-(1’H-indole-3’-carbonyl)-thiazole-4-carboxylic acid methyl ester). Показано, что данное соединение является агонистом рецептора арильного углеводородного рецептора AhR, негативного регулятора OCT4, оно способствует усилению связывания AhR с промотором OCT4, подавляя его транскрипцию [165]. На клетках глиобластомы U87 продемонстрировано, что ITE подавляет и индуцированное гипоксией накопление OCT4, что доказывает перспективность применения ITE для сенсибилизации к гипоксии клеток, устойчивых к пониженному содержанию кислорода [164].

Прямые ингибиторы SOX2 практически не описаны, поскольку данный белок в силу его структурных особенностей является «неуловимой» (undruggable) мишенью [165]. Подходы к ингибированию SOX2 сводятся к использованию искусственных транскрипционных факторов по типу цинковых пальцев (ZF-ATF) ZF-552SKD, ZF-598SKD и ZF-619SKD, связывающихся с промотором SOX2 и снижающих уровни его мРНК, однако данные конструкции доставляются посредством вирусов, что ограничивает их применение [166]. Также используются пептидные аптамеры [167], селективные ДНК-связывающие синтетические молекулы – шпилечные пиррол-имидазольные полиамиды (PIP-S2), ингибирующие связывание SOX2 с ДНК [168], и ингибиторы вышестоящих сигнальных путей [165].

Также практически нет описаний непосредственных ингибиторов NANOG, по аналогии с SOX2, из-за особенностей структуры белка. В настоящее время изучаются опосредованные ингибиторы NANOG. К выявленным негативным регуляторам NANOG относятся урогинины (циклогексилметилфлавоноиды) – природные соединения, выделенные из корневищ китайского лекарственного растения Helminthostachys zeylanica. Результаты исследования W.-Y. Liao и соавт. показали, что урогинины J и K ингибируют образование маммосфер и подавляют рост ксенотрансплантатов опухолей, снижая уровень белка NANOG посредством активации p53 [169]. Через р53 действует и другой ингибитор NANOG – нокодазол. Показано, что обработка им эмбриональных стволовых клеток человека (hESC) приводит к снижению экспрессии маркеров плюрипотентности NANOG и OCT4 на фоне повышения уровня p53 и активации апоптоза [170].

Проблема поиска эффективных ингибиторов регуляторов плюрипотентности и стволовости связана не только с особенностями структур этих белков, но и с их участием в поддержании функции нормальных стволовых клеток, необходимых для нормального функционирования организма.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Солидные опухоли, для которых свойственен рост в условиях хронической гипоксии, приобретают устойчивость к пониженному содержанию кислорода; эти условия способствуют дальнейшей злокачественной прогрессии, приобретению склонности к лекарственной устойчивости и метастазированию. Активация HIF-1α, обусловленная гипоксией, приводит к мощной индукции его генов-мишеней, к которым относятся факторы, способствующие ангиогенезу, перестройке метаболизма и активации ЭМП. В результате HIF-1α запускает реаранжировку сигнальных каскадов, таких как STAT3, Snail, NRF2, OCT4, SOX2, NANOG4 и др. Эти сигнальные пути регулируются гипоксией, тесно связаны друг с другом и усиливают как друг друга, так и каскад HIF-1α. Скоординированная активация этих сигнальных путей способствует адаптации опухолевых клеток к хронической гипоксии, поэтому воздействие на данные каскады может быть перспективным подходом для сенсибилизации опухолевых клеток к хронической гипоксии.

×

About the authors

O. E. Andreeva

N.N. Blokhin National Medical Research Center of Oncology, Ministry of Health of Russia

Email: krasilnikovm1@ya.ru
ORCID iD: 0000-0002-6015-6619
Russian Federation, 24 Kashirskoe Shosse, Moscow 115522

E. I. Mikhaevich

N.N. Blokhin National Medical Research Center of Oncology, Ministry of Health of Russia

Email: krasilnikovm1@ya.ru
ORCID iD: 0000-0002-1299-9080
Russian Federation, 24 Kashirskoe Shosse, Moscow 115522

M. A. Krasil’nikov

N.N. Blokhin National Medical Research Center of Oncology, Ministry of Health of Russia

Author for correspondence.
Email: krasilnikovm1@ya.ru
ORCID iD: 0000-0002-5902-7633
Russian Federation, 24 Kashirskoe Shosse, Moscow 115522

References

  1. Vaupel P., Kallinowski F., Okunieff P. Blood flow, oxygen and nutrient supply, and metabolic microenvironment of human tumors: a review. Cancer Res 1989;49(23):6449–65.
  2. Martin J.D., Fukumura D., Duda D.G. et al. Reengineering the tumor microenvironment to alleviate hypoxia and overcome cancer heterogeneity. Cold Spring Harb Perspect Med 2016;6(12):a027094. doi: 10.1101/cshperspect.a027094
  3. Zheng R., Li F., Li F. et al. Targeting tumor vascularization: promising strategies for vascular normalization. J Cancer Res Clin Oncol 2021;147(9):2489–505. doi: 10.1007/s00432-021-03701-8
  4. Bayer C., Vaupel P. Acute versus chronic hypoxia in tumors: controversial data concerning time frames and biological consequences. Strahlenther Onkol 2012;188(7):616–27. doi: 10.1007/s00066-012-0085-4
  5. Perez-Tomas R., Perez-Guillen I. Lactate in the tumor microenvironment: an essential molecule in cancer progression and treatment. Cancers (Basel) 2020;12(11):3244. doi: 10.3390/cancers12113244
  6. Zheng J. Energy metabolism of cancer: glycolysis versus oxidative phosphorylation. Oncol Lett 2012;4(6):1151–7. doi: 10.3892/ol.2012.928
  7. Lunt S.Y., Vander Heiden M.G. Aerobic glycolysis: meeting the metabolic requirements of cell proliferation. Ann Rev Cell Develop Biol 2011;27(1):441–64. doi: 10.1146/annurev-cellbio-092910-154237
  8. Jaeken J., Detheux M., Van Maldergem L. et al. 3-phosphoglycerate dehydrogenase deficiency: an inborn error of serine biosynthesis. Arch Dis Child 1996;74(6):542–5. doi: 10.1136/adc.74.6.542
  9. Zhao X., Fu J., Du J. et al. The role of D-3-phosphoglycerate dehydrogenase in cancer. Int J Biol Sci 2020;16(9):1495–506. doi: 10.7150/ijbs.41051
  10. Garber A., Karl I., Kipnis D. Alanine and glutamine synthesis and release from skeletal muscle. I. Glycolysis and amino acid release. J Biol Chem 1976;251(3):826–35.
  11. Hayashi M., Sakata M., Takeda T. et al. Induction of glucose transporter 1 expression through hypoxia-inducible factor 1α under hypoxic conditions in trophoblast-derived cells. J Endocrinol 2004;183(1):145–54. doi: 10.1677/joe.1.05599
  12. Ryniawec J.M., Coope M.R., Loertscher E. et al. GLUT3/SLC2A3 is an endogenous marker of hypoxia in prostate cancer cell lines and patient-derived xenograft tumors. Diagnostics (Basel) 2022;12(3):676. doi: 10.3390/diagnostics12030676
  13. Kierans S.J., Taylor C.T. Regulation of glycolysis by the hypoxia-inducible factor (HIF): implications for cellular physiology. J Physiol 2021;599(1):23–37. doi: 10.1113/JP280572
  14. Kim J.W., Tchernyshyov I., Semenza G.L. et al. HIF-1-mediated expression of pyruvate dehydrogenase kinase: a metabolic switch required for cellular adaptation to hypoxia. Cell Metab 2006;3(3):177–85. doi: 10.1016/j.cmet.2006.02.002
  15. Ji K., Mayernik L., Moin K. et al. Acidosis and proteolysis in the tumor microenvironment. Cancer Metastasis Rev 2019; 38(1-2):103–12. doi: 10.1007/s10555-019-09796-3
  16. Mahoney B.P., Raghunand N., Baggett B. et al. Tumor acidity, ion trapping and chemotherapeutics. I. Acid pH affects the distribution of chemotherapeutic agents in vitro. Biochem Pharmacol 2003;66(7):1207–18. doi: 10.1016/s0006-2952(03)00467-2
  17. Damgaci S., Ibrahim-Hashim A., Enriquez-Navas P.M. et al. Hypoxia and acidosis: immune suppressors and therapeutic targets. Immunology 2018;154(3):354–62. doi: 10.1111/imm.12917
  18. Semenza G.L. Hypoxia, clonal selection, and the role of HIF-1 in tumor progression. Crit Rev Biochem Mol Biol 2000;35(2):71–103. doi: 10.1080/10409230091169186
  19. Vaupel P., Mayer A., Briest S. et al. Hypoxia in breast cancer: role of blood flow, oxygen diffusion distances, and anemia in the development of oxygen depletion. Adv Exp Med Biol 2005;566:333–42. doi: 10.1007/0-387-26206-7_44
  20. Loboda A., Jozkowicz A., Dulak J. HIF-1 and HIF-2 transcription factors – similar but not identical. Mol Cells 2010;29:435–42. doi: 10.1007/s10059-010-0067-2
  21. Keith B., Johnson R.S., Simon M.C. HIF1α and HIF2α: sibling rivalry in hypoxic tumour growth and progression. Nat Rev Cancer 2012;12(1):9–22. doi: 10.1038/nrc3183
  22. Huang L.E., Gu J., Schau M. et al. Regulation of hypoxia-inducible factor 1α is mediated by an O2-dependent degradation domain via the ubiquitin-proteasome pathway. Proc Natl Acad Sci USA 1998;95(14):7987–92. doi: 10.1073/pnas.95.14.7987
  23. Weidemann A., Johnson R. Biology of HIF-1α. Cell Death Differ 2008;15(4):621–7. doi: 10.1038/cdd.2008.12.
  24. Semenza G.L., Jiang B.-H., Leung S.W. et al. Hypoxia response elements in the aldolase A, enolase 1, and lactate dehydrogenase A gene promoters contain essential binding sites for hypoxia-inducible factor 1. J Biol Chem 1996;271(51):32529–37. doi: 10.1074/jbc.271.51.32529
  25. Lee J.-W., Bae S.-H., Jeong J.-W. et al. Hypoxia-inducible factor (HIF-1) α: its protein stability and biological functions. Exp Mol Med 2004;36(1):1–12. doi: 10.1038/emm.2004.1
  26. Piret J.P., Mottet D., Raes M. et al. Is HIF-1 alpha a pro- or an anti-apoptotic protein? Biochem Pharmacol 2002;64(5–6): 889–92. doi: 10.1016/s0006-2952(02)01155-3
  27. Suzuki H., Tomida A., Tsuruo T. Dephosphorylated hypoxia-inducible factor 1alpha as a mediator of p53-dependent apoptosis during hypoxia. Oncogene 2001;20(41):5779–88. doi: 10.1038/sj.onc.1204742
  28. Gruber G., Greiner R.H., Hlushchuk R. et al. Hypoxia-inducible factor 1 alpha in high-risk breast cancer: an independent prognostic parameter? Breast Cancer Res 2004;6:1–8. doi: 10.1186/bcr775
  29. Yamamoto Y., Ibusuki M., Okumura Y. et al. Hypoxia-inducible factor 1α is closely linked to an aggressive phenotype in breast cancer. Breast Cancer Res Treat 2008;110:465–75. doi: 10.1007/s10549-007-9742-1
  30. Schindl M., Schoppmann S.F., Samonigg H. et al. Overexpression of hypoxia-inducible factor 1α is associated with an unfavorable prognosis in lymph node-positive breast cancer. Clinical Cancer Res 2002;8(6):1831–7.
  31. El Shorbagy S., abuTaleb F., Labib H.A. et al. Prognostic significance of VEGF and HIF-1 α in hepatocellular carcinoma patients receiving sorafenib versus metformin sorafenib combination. J Gastrointestinal Cancer 2021;52(1):269–79. doi: 10.1007/s12029-020-00389-w
  32. Ye L.-Y., Zhang Q., Bai X.-L. et al. Hypoxia-inducible factor 1α expression and its clinical significance in pancreatic cancer: a meta-analysis. Pancreatology 2014;14(5):391–7. doi: 10.1016/j.pan.2014.06.008.
  33. Zheng H., Ning Y., Zhan Y. et al. Co-expression of PD-L1 and HIF-1α predicts poor prognosis in patients with non-small cell lung cancer after surgery. J Cancer 2021;12(7):2065. doi: 10.7150/jca.53119
  34. Niu G., Ma X. Expression of Trx-1, HIF-1α and their associations with clinicopathological parameters in gastric cancer. Eurasian J Med Oncol 2023;8:371–7. doi: 10.14744/ejmo.2024.97176
  35. Wilson W.R., Hay M.P. Targeting hypoxia in cancer therapy. Nat Rev Cancer 2011;11(6):393–410. doi: 10.1038/nrc3064
  36. Kronblad Å., Jirström K., Rydén L. et al. Hypoxia inducible factor-1α is a prognostic marker in premenopausal patients with intermediate to highly differentiated breast cancer but not a predictive marker for tamoxifen response. Int J Cancer 2006;118(10):2609–16. doi: 10.1002/ijc.21676
  37. Ma B., Wen S., Luo Y. et al. Targeting tumor hypoxia inhibits aggressive phenotype of dedifferentiated thyroid cancer. J Clin Endocrinol Metab 2023;108(2):368–84. doi: 10.1210/clinem/dgac548
  38. Pezzuto A., Perrone G., Orlando N. et al. A close relationship between HIF-1 alpha expression and bone metastases in advanced NSCLC, a retrospective analysis. Oncotarget 2019;10(66):7071–9. doi: 10.18632/oncotarget.27378
  39. Berghoff A.S., Ilhan-Mutlu A., Wohrer A. et al. Prognostic significance of Ki67 proliferation index, HIF1 alpha index and microvascular density in patients with non-small cell lung cancer brain metastases. Strahlenther Onkol 2014;190(7):676–85. doi: 10.1007/s00066-014-0639-8
  40. Wada Y., Morine Y., Imura S. et al. HIF-1 alpha expression in liver metastasis but not primary colorectal cancer is associated with prognosis of patients with colorectal liver metastasis. World J Surg Oncol 2020;18(1):241. doi: 10.1186/s12957-020-02012-5
  41. De Herreros A.G., Peiro S., Nassour M. et al. Snail family regulation and epithelial mesenchymal transitions in breast cancer progression. J Mammary Gland Biol Neoplasia 2010;15(2):135–47. doi: 10.1007/s10911-010-9179-8
  42. Loh C.Y., Chai J.Y., Tang T.F. et al. The E-cadherin and N-cadherin switch in epithelial-to-mesenchymal transition: signaling, therapeutic implications, and challenges. Cells 2019;8(10):1118. doi: 10.3390/cells8101118
  43. Nieto M.A. The snail superfamily of zinc-finger transcription factors. Nat Rev Mol Cell Biol 2002;3(3):155–66. doi: 10.1038/nrm757
  44. Peinado H., Ballestar E., Esteller M. et al. Snail mediates E-cadherin repression by the recruitment of the Sin3A/histone deacetylase 1(HDAC1)/HDAC2 complex. Mol Cell Biol 2004;24(1):306–19. doi: 10.1128/MCB.24.1.306-319.2004
  45. Markouli M., Strepkos D., Basdra E.K. et al. Prominent role of histone modifications in the regulation of tumor metastasis. Int J Mol Sci 2021;22(5):2778. doi: 10.3390/ijms22052778
  46. Wu Y.-D., Zhou B. TNF-α/NF-κB/Snail pathway in cancer cell migration and invasion. Br J Cancer 2010;102(4):639–44. doi: 10.1038/sj.bjc.6605530
  47. Cho H.J., Baek K.E., Saika S. et al. Snail is required for transforming growth factor-β-induced epithelial-mesenchymal transition by activating PI3 kinase/Akt signal pathway. Biochem Biophys Res Commun 2007;353(2):337–43. doi: 10.1016/j.bbrc.2006.12.035.
  48. Katoh M., Katoh M. Cross-talk of WNT and FGF signaling pathways at GSK3β to regulate β-catenin and SNAIL signaling cascades. Cancer Biol Ther 2006;5(9):1059–64. doi: 10.4161/cbt.5.9.3151
  49. Saitoh M., Endo K., Furuya S. et al. STAT3 integrates cooperative Ras and TGF-β signals that induce Snail expression. Oncogene 2016;35(8):1049–57. doi: 10.1038/onc.2015.161
  50. Zhu G.-H., Huang C., Feng Z.-Z. et al. Hypoxia-induced snail expression through transcriptional regulation by HIF-1α in pancreatic cancer cells. Dig Dis Sci 2013;58(12):3503–15. doi: 10.1007/s10620-013-2841-4
  51. Bottner J., Ribbat-Idel J., Klapper L. et al. Elevated LSD1 and SNAIL expression indicate poor prognosis in hypopharynx carcinoma. Int J Mol Sci 2022;23(9):5075. doi: 10.3390/ijms23095075
  52. Hutasoit G.A., Miskad U.A., Akil F. et al. Snail expression as a prognostic factor in colorectal adenocarcinoma. Asian Pac J Cancer Prev 2024;25(9):3143–9. doi: 10.31557/APJCP.2024.25.9.3143
  53. Yang S.-W., Zhang Z.-G., Hao Y.-X. et al. HIF-1α induces the epithelial-mesenchymal transition in gastric cancer stem cells through the Snail pathway. Oncotarget 2017;8(6):9535. doi: 10.18632/oncotarget.14484
  54. Xu X., Tan X., Tampe B. et al. Snail is a direct target of hypoxia-inducible factor 1α (HIF1α) in hypoxia-induced endothelial to mesenchymal transition of human coronary endothelial cells. J Biol Chem 2015;290(27):16653–64. doi: 10.1074/jbc.M115.63694
  55. Jing S.-W., Wang Y.-D., Kuroda M. et al. HIF-1α contributes to hypoxia-induced invasion and metastasis of esophageal carcinoma via inhibiting E-cadherin and promoting MMP-2 expression. Acta Medica Okayama 2012;66(5):399–407. doi: 10.18926/AMO/48964
  56. Domingos P.L.B., Souza M.G., Guimarães T.A. et al. Hypoxia reduces the E-cadherin expression and increases OSCC cell migration regardless of the E-cadherin methylation profile. Pathol Res Pract 2017;213(5):496–501. doi: 10.1016/j.prp.2017.02.003
  57. Imai T., Horiuchi A., Wang C. et al. Hypoxia attenuates the expression of E-cadherin via up-regulation of SNAIL in ovarian carcinoma cells. Am J Pathol 2003;163(4):1437–47. doi: 10.1016/S0002-9440(10)63501-8
  58. Scherbakov A.M., Andreeva O.E., Shatskaya V.A. et al. The relationships between snail1 and estrogen receptor signaling in breast cancer cells. J Cell Biochem 2012;113(6):2147–55. doi: 10.1002/jcb.24087
  59. Koong A.C., Chen E.Y., Giaccia A.J. Hypoxia causes the activation of nuclear factor κB through the phosphorylation of IκBα on tyrosine residues. Cancer Res 1994;54(6):1425–30.
  60. Taylor C.T., Cummins E.P. The role of NF-kappaB in hypoxia-induced gene expression. Ann NY Acad Sci 2009;1177:178–84. doi: 10.1111/j.1749-6632.2009.05024.x
  61. Van Uden P., Kenneth N.S., Rocha S. Regulation of hypoxia-inducible factor-1alpha by NF-kappaB. Biochem J 2008;412(3): 477–84. doi: 10.1042/BJ20080476
  62. Kim E., Kim M., Woo D.-H. et al. Phosphorylation of EZH2 activates STAT3 signaling via STAT3 methylation and promotes tumorigenicity of glioblastoma stem-like cells. Cancer Cell 2013;23(6):839–52. doi: 10.1016/j.ccr.2013.04.008
  63. Xie Q., Zhu Z., He Y. et al. A lactate-induced Snail/STAT3 pathway drives GPR81 expression in lung cancer cells. Biochim Biophys Acta Mol Basis Dis 2020;1866(1):165576. doi: 10.1016/j.bbadis.2019.165576
  64. Li Y., Cui N., Zheng P.S. et al. BMX/Etk promotes cell proliferation and tumorigenicity of cervical cancer cells through PI3K/AKT/mTOR and STAT3 pathways. Oncotarget 2017;8(30):49238–52. doi: 10.18632/oncotarget.17493
  65. Escriva M., Peiro S., Herranz N. et al. Repression of PTEN phosphatase by Snail1 transcriptional factor during gamma radiation-induced apoptosis. Mol Cell Biol 2008;28(5):1528–40. doi: 10.1128/MCB.02061-07
  66. Bu L., Wang H., Pan J.-A. et al. PTEN suppresses tumorigenesis by directly dephosphorylating Akt. Signal Transduct Target Ther 2021;6(1):262. doi: 10.1038/s41392-021-00571-x
  67. Liu W.H., Chen M.T., Wang M.L. et al. Cisplatin-selected resistance is associated with increased motility and stem-like properties via activation of STAT3/Snail axis in atypical teratoid/rhabdoid tumor cells. Oncotarget 2015;6(3):1750–68. doi: 10.18632/oncotarget.2737
  68. Xiao J., Wang J., Li J. et al. L3MBTL3 and STAT3 collaboratively upregulate SNAIL expression to promote metastasis in female breast cancer. Nat Commun 2025;16(1):231. doi: 10.1038/s41467-024-55617-9
  69. Darnell J.E. Jr. STATs and gene regulation. Science 1997;277(5332):1630–5. doi: 10.1126/science.277.5332.1630
  70. Li Y., Wang Y., Shi Z. et al. Clinicopathological and prognostic role of STAT3/p-STAT3 in breast cancer patients in China: a meta-analysis. Sci Rep 2019;9(1):11243. doi: 10.1038/s41598-019-47556-z
  71. Don-Doncow N., Marginean F., Coleman I. et al. Expression of STAT3 in prostate cancer metastases. Eur Urol 2017;71(3):313–6. doi: 10.1016/j.eururo.2016.06.018
  72. Xu Y., Lu S. A meta-analysis of STAT3 and phospho-STAT3 expression and survival of patients with non-small-cell lung cancer. Eur J Surg Oncol 2014;40(3):311–7. doi: 10.1016/j.ejso.2013.11.012
  73. Levy D.E., Darnell J.E. Jr. Stats: transcriptional control and biological impact. Nat Rev Mol Cell Biol 2002;3(9):651–62. doi: 10.1038/nrm909
  74. Bowman T., Garcia R., Turkson J. et al. STATs in oncogenesis. Oncogene 2000;19(21):2474–88. doi: 10.1038/sj.onc.1203527
  75. Yang J., Stark G.R. Roles of unphosphorylated STATs in signaling. Cell Res 2008;18(4):443–51. doi: 10.1038/cr.2008.41
  76. Garcia R., Bowman T.L., Niu G. et al. Constitutive activation of Stat3 by the Src and JAK tyrosine kinases participates in growth regulation of human breast carcinoma cells. Oncogene 2001;20(20):2499–513. doi: 10.1038/sj.onc.1204349
  77. Johnson D.E., O’Keefe R.A., Grandis J.R. Targeting the IL-6/JAK/STAT3 signalling axis in cancer. Nat Rev Clin Oncol 2018;15(4):234–48. doi: 10.1038/nrclinonc.2018.8
  78. Chang Q., Bournazou E., Sansone P. et al. The IL-6/JAK/Stat3 feed-forward loop drives tumorigenesis and metastasis. Neoplasia 2013;15(7):848–62. doi: 10.1593/neo.13706
  79. Turkson J., Bowman T., Garcia R. et al. Stat3 activation by Src induces specific gene regulation and is required for cell transformation. Mol Cell Biol 1998;18(5):2545–52. doi: 10.1128/MCB.18.5.2545
  80. Leslie K., Lang C., Devgan G. et al. Cyclin D1 is transcriptionally regulated by and required for transformation by activated signal transducer and activator of transcription 3. Cancer Res 2006;66(5):2544–52. doi: 10.1158/0008-5472.CAN-05-2203
  81. Banerjee K., Resat H. Constitutive activation of STAT3 in breast cancer cells: a review. Int J Cancer 2016;138(11):2570–8. doi: 10.1002/ijc.29923
  82. Fan C., Li J., Li Y. et al. Hypoxia-inducible factor-1alpha regulates the interleukin-6 production by B cells in rheumatoid arthritis. Clin Transl Immunology 2023;12(5):e1447. doi: 10.1002/cti2.1447
  83. Simon A.R., Rai U., Fanburg B.L. et al. Activation of the JAK-STAT pathway by reactive oxygen species. Am J Physiol 1998;275(6):1640–52. doi: 10.1152/ajpcell.1998.275.6.C1640
  84. Mattagajasingh S.N., Yang X.P., Irani K. et al. Activation of Stat3 in endothelial cells following hypoxia-reoxygenation is mediated by Rac1 and protein kinase C. Biochim Biophys Acta 2012;1823(5):997–1006. doi: 10.1016/j.bbamcr.2012.02.008
  85. Faruqi T.R., Gomez D., Bustelo X.R. et al. Rac1 mediates STAT3 activation by autocrine IL-6. Proc Natl Acad Sci USA 2001;98(16):9014–9. doi: 10.1073/pnas.161281298
  86. Torrente L., DeNicola G.M. Targeting NRF2 and its downstream processes: opportunities and challenges. Ann Rev Pharmacol Toxicol 2022;62:279–300. doi: 10.1146/annurev-pharmtox-052220-104025
  87. Almeida M., Soares M., Ramalhinho A.C. et al. The prognostic value of NRF2 in breast cancer patients: a systematic review with meta-analysis. Breast Cancer Res Treat 2020;179(3):523–32. doi: 10.1007/s10549-019-05494-4
  88. Wang Q., Xu L., Wang G. et al. Prognostic and clinicopathological significance of NRF2 expression in non-small cell lung cancer: a meta-analysis. PLoS One 2020;15(11):e0241241. doi: 10.1371/journal.pone.0241241
  89. Jeddi F., Soozangar N., Sadeghi M.R. et al. Nrf2 overexpression is associated with P-glycoprotein upregulation in gastric cancer. Biomed Pharmacother 2018;97:286–92. doi: 10.1016/j.biopha.2017.10.129
  90. Gall Trošelj K., Tomljanović M., Jaganjac M. et al. Oxidative stress and cancer heterogeneity orchestrate NRF2 roles relevant for therapy response. Molecules 2022;27(5):1468. doi: 10.3390/molecules27051468
  91. Hirotsu Y., Katsuoka F., Funayama R. et al. Nrf2–MafG heterodimers contribute globally to antioxidant and metabolic networks. Nucleic Acids Res 2012;40(20):10228–39. doi: 10.1093/nar/gks827
  92. Rojo de la Vega M., Chapman E., Zhang D.D. NRF2 and the hallmarks of cancer. Cancer Cell 2018;34(1):21–43. doi: 10.1016/j.ccell.2018.03.022
  93. Menegon S., Columbano A., Giordano S. The dual roles of NRF2 in cancer. Trends Mol Med 2016;22(7):578–93. doi: 10.1016/j.molmed.2016.05.002
  94. Martinez V.D., Vucic E.A., Pikor L.A. et al. Frequent concerted genetic mechanisms disrupt multiple components of the NRF2 inhibitor KEAP1/CUL3/RBX1 E3-ubiquitin ligase complex in thyroid cancer. Mol Cancer 2013;12(1):124. doi: 10.1186/1476-4598-12-124
  95. Robertson H., Dinkova-Kostova A.T., Hayes J.D. NRF2 and the ambiguous consequences of its activation during initiation and the subsequent stages of tumourigenesis. Cancers (Basel) 2020;12(12):3609. doi: 10.3390/cancers12123609
  96. Wakabayashi N., Shin S., Slocum S.L. et al. Regulation of notch1 signaling by nrf2: implications for tissue regeneration. Sci Signal 2010;3(130):ra52. doi: 10.1126/scisignal.2000762
  97. He F., Ru X., Wen T. NRF2, a transcription factor for stress response and beyond. Int J Mol Sci 2020;21(13):4777. doi: 10.3390/ijms21134777
  98. Kim T.H., Hur E.G., Kang S.J. et al. NRF2 blockade suppresses colon tumor angiogenesis by inhibiting hypoxia-induced activation of HIF-1α. Cancer Res 2011;71(6):2260–75. doi: 10.1158/0008-5472.CAN-10-3007
  99. Hayes J.D., Dinkova-Kostova A.T. The Nrf2 regulatory network provides an interface between redox and intermediary metabolism. Trends Biochem Sci 2014;39(4):199–218. doi: 10.1016/j.tibs.2014.02.002
  100. Bae T., Hallis S.P., Kwak M.K. Hypoxia, oxidative stress, and the interplay of HIFs and NRF2 signaling in cancer. Exp Mol Med 2024;56(3):501–14. doi: 10.1038/s12276-024-01180-8
  101. Lu Y., Wang B., Shi Q. et al. Brusatol inhibits HIF-1 signaling pathway and suppresses glucose uptake under hypoxic conditions in HCT116 cells. Sci Rep 2016;6:39123. doi: 10.1038/srep39123
  102. Rodda D.J., Chew J.L., Lim L.H. et al. Transcriptional regulation of nanog by OCT4 and SOX2. J Biol Chem 2005;280(26):24731–7. doi: 10.1074/jbc.M502573200
  103. Frank N.Y., Schatton T., Frank M.H. The therapeutic promise of the cancer stem cell concept. J Clin Invest 2010;120(1):41–50. doi: 10.1172/JCI41004
  104. Basati G., Mohammadpour H., Emami Razavi A. Association of high expression levels of SOX2, NANOG, and OCT4 in gastric cancer tumor tissues with progression and poor prognosis. J Gastrointest Cancer 2020;51(1):41–7. doi: 10.1007/s12029-018-00200-x
  105. You L., Guo X., Huang Y. Correlation of cancer stem-cell markers OCT4, SOX2, and NANOG with clinicopathological features and prognosis in operative patients with rectal cancer. Yonsei Med J 2018;59(1):35–42. doi: 10.3349/ymj.2018.59.1.35
  106. Irawan R.C.S., Hidayah N., Wilaksono B. Hypoxia-Induced Modulation of OCT-4, SOX-2, NANOG, and KLF-4 expression in mesenchymal stem cells. Int J Cell Biomed Sci 2024;3(9):282–9. doi: 10.59278/cbs.v3i9.62
  107. Xiong S., Wang D., Tang Y. et al. HIF1α and HIF2α regulate non-small-cell lung cancer dedifferentiation via expression of Sox2 and Oct4 under hypoxic conditions. Gene 2023;863:147288. doi: 10.1016/j.gene.2023.147288
  108. Zhou W., Lv R., Qi W. et al. Snail contributes to the maintenance of stem cell-like phenotype cells in human pancreatic cancer. PLoS One 2014;9(1):e87409. doi: 10.1371/journal.pone.0087409
  109. Do D.V., Ueda J., Messerschmidt D.M. et al. A genetic and developmental pathway from STAT3 to the OCT4-NANOG circuit is essential for maintenance of ICM lineages in vivo. Genes Dev 2013;27(12):1378–90. doi: 10.1101/gad.221176.113
  110. Liu S., Sun J., Cai B. et al. NANOG regulates epithelial-mesenchymal transition and chemoresistance through activation of the STAT3 pathway in epithelial ovarian cancer. Tumor Biol 2016;37(7):9671–80. doi: 10.1007/s13277-016-4848-x
  111. Tennant D.A., Gottlieb E. HIF prolyl hydroxylase-3 mediates alpha-ketoglutarate-induced apoptosis and tumor suppression. J Mol Med (Berl) 2010;88(8):839–49. doi: 10.1007/s00109-010-0627-0
  112. Tennant D.A., Frezza C., MacKenzie E.D. et al. Reactivating HIF prolyl hydroxylases under hypoxia results in metabolic catastrophe and cell death. Oncogene 2009;28(45):4009–21. doi: 10.1038/onc.2009.250
  113. Riby J.E., Firestone G.L., Bjeldanes L.F. 3, 3’-Diindolylmethane reduces levels of HIF-1α and HIF-1 activity in hypoxic cultured human cancer cells. Biochem Pharmacol 2008;75(9):1858–67. doi: 10.1016/j.bcp.2008.01.017
  114. Zeng M., Shen J., Liu Y. et al. The HIF-1 antagonist acriflavine: visualization in retina and suppression of ocular neovascularization. J Mol Med (Berl) 2017;95(4):417–29. doi: 10.1007/s00109-016-1498-9
  115. Shay J.E., Imtiyaz H.Z., Sivanand S. et al. Inhibition of hypoxia-inducible factors limits tumor progression in a mouse model of colorectal cancer. Carcinogenesis 2014;35(5):1067–77. doi: 10.1093/carcin/bgu004
  116. Mangraviti A., Raghavan T., Volpin F. et al. HIF-1α-targeting acriflavine provides long term survival and radiological tumor response in brain cancer therapy. Sci Rep 2017;7(1):14978. doi: 10.1038/s41598-017-14990-w
  117. Lee C.J., Yue C.H., Lin Y.Y. et al. Antitumor activity of acriflavine in human hepatocellular carcinoma cells. Anticancer Res 2014;34(7):3549–56.
  118. Ball A.T., Mohammed S., Doigneaux C. et al. Identification and development of cyclic peptide inhibitors of hypoxia inducible factors 1 and 2 that disrupt hypoxia-response signaling in cancer cells. J Am Chem Soc 2024;146(13):8877–86. doi: 10.1021/jacs.3c10508
  119. Li H.M., Bi Y.R., Li Y. et al. A potent CBP/p300-Snail interaction inhibitor suppresses tumor growth and metastasis in wild-type p53-expressing cancer. Sci Adv 2020;6(17):eaaw8500. doi: 10.1126/sciadv.aaw8500
  120. Chuang K.T., Chiou S.S., Hsu S.H. Recent advances in transcription factors biomarkers and targeted therapies focusing on epithelial-mesenchymal transition. Cancers (Basel) 2023;15(13). doi: 10.3390/cancers15133338
  121. Ryu K.J., Park S.M., Park S.H. et al. p38 stabilizes snail by suppressing DYRK2-mediated phosphorylation that is required for GSK3beta-betaTrCP-induced snail degradation. Cancer Res 2019;79(16):4135–48. doi: 10.1158/0008-5472.CAN-19-0049
  122. Baritaki S., Yeung K., Palladino M. et al. Pivotal roles of snail inhibition and RKIP induction by the proteasome inhibitor NPI-0052 in tumor cell chemoimmunosensitization. Cancer Res 2009;69(21):8376–85. doi: 10.1158/0008-5472.CAN-09-1069
  123. Wu Y., Wang Y., Lin Y. et al. Dub3 inhibition suppresses breast cancer invasion and metastasis by promoting Snail1 degradation. Nat Commun 2017;8(1):14228. doi: 10.1038/ncomms14228
  124. Guan T., Yang X., Liang H. et al. Deubiquitinating enzyme USP9X regulates metastasis and chemoresistance in triple-negative breast cancer by stabilizing Snail1. J Cell Physiol 2022;237(7):2992–3000. doi: 10.1002/jcp.30763
  125. Azmi A.S., Muqbil I., Wu J. et al. Targeting the nuclear export protein XPO1/CRM1 reverses epithelial to mesenchymal transition. Sci Rep 2015;5(1):16077. doi: 10.1038/srep16077
  126. Sendino M., Omaetxebarria M.J., Rodríguez J.A. Hitting a moving target: inhibition of the nuclear export receptor XPO1/CRM1 as a therapeutic approach in cancer. Cancer Drug Resist 2018;1(3):139–63. doi: 10.20517/cdr.2018.09
  127. Sexton R., Mahdi Z., Chaudhury R. et al. Targeting nuclear exporter protein XPO1/CRM1 in gastric cancer. Int J Mol Sci 2019;20(19):4826. doi: 10.3390/ijms20194826
  128. Newell S., van der Watt P.J., Leaner V.D. Therapeutic targeting of nuclear export and import receptors in cancer and their potential in combination chemotherapy. IUBMB Life 2024;76(1):4–25. doi: 10.1002/iub.2773
  129. Chang J.H., Lai S.L., Chen W.S. et al. Quercetin suppresses the metastatic ability of lung cancer through inhibiting Snail-dependent Akt activation and Snail-independent ADAM9 expression pathways. Biochim Biophys Acta Mol Cell Res 2017;1864(10):1746–58. doi: 10.1016/j.bbamcr.2017.06.017
  130. Banerjee P., Surendran H., Chowdhury D.R. et al. Metformin mediated reversal of epithelial to mesenchymal transition is triggered by epigenetic changes in E-cadherin promoter. J Mol Med (Berl) 2016;94:1397–409. doi: 10.1007/s00109-016-1455-7
  131. Debnath B., Xu S., Neamati N. Small molecule inhibitors of signal transducer and activator of transcription 3(Stat3) protein. J Med Chem 2012;55(15):6645–68. doi: 10.1021/jm300207s
  132. Guo H., Xiao Y., Yuan Z. et al. Inhibition of STAT3Y705 phosphorylation by Stattic suppresses proliferation and induces mitochondrial-dependent apoptosis in pancreatic cancer cells. Cell Death Discov 2022;8(1):116. doi: 10.1038/s41420-022-00922-9
  133. Mohammadian J., Mahmoudi S., Pourmohammad P. et al. Formulation of Stattic as STAT3 inhibitor in nanostructured lipid carriers (NLCs) enhances efficacy of doxorubicin in melanoma cancer cells. Naunyn Schmiedebergs Arch Pharmacol 2020;393(12):2315–23. doi: 10.1007/s00210-020-01942-x
  134. Zhang Q., Zhang C., He J. et al. STAT3 inhibitor stattic enhances radiosensitivity in esophageal squamous cell carcinoma. Tumor Biol 2015;36(3):2135–42. doi: 10.1007/s13277-014-2823-y
  135. Xu G., Zhu L., Wang Y. et al. Stattic enhances radiosensitivity and reduces radio-induced migration and invasion in HCC cell lines through an apoptosis pathway. Biomed Res Int 2017;2017(1):1832494. doi: 10.1155/2017/1832494
  136. Horiguchi A., Asano T., Kuroda K. et al. STAT3 inhibitor WP1066 as a novel therapeutic agent for renal cell carcinoma. Br J Cancer 2010;102(11):1592–9. doi: 10.1038/sj.bjc.6605691
  137. Tsujita Y., Horiguchi A., Tasaki S. et al. STAT3 inhibition by WP1066 suppresses the growth and invasiveness of bladder cancer cells. Oncol Rep 2017;38(4):2197–204. doi: 10.3892/or.2017.5902
  138. Yang J., Li N., Zhao X. et al. WP1066, a small molecule inhibitor of STAT3, chemosensitizes paclitaxel-resistant ovarian cancer cells to paclitaxel by simultaneously inhibiting the activity of STAT3 and the interaction of STAT3 with stathmin. Biochem Pharmacol 2024;221:116040. doi: 10.1016/j.bcp.2024.116040
  139. Cheng C.-C., Shi L.-H., Wang X.-J. et al. Stat3/Oct-4/c-Myc signal circuit for regulating stemness-mediated doxorubicin resistance of triple-negative breast cancer cells and inhibitory effects of WP1066. Int J Oncol 2018;53(1):339–48. doi: 10.3892/ijo.2018.4399
  140. Dodd K.M., Yang J., Shen M.H. et al. mTORC1 drives HIF-1α and VEGF-A signalling via multiple mechanisms involving 4E-BP1, S6K1 and STAT3. Oncogene 2015;34(17):2239–50. doi: 10.1038/onc.2014.164
  141. Chen W., Mook R.A., Premont R.T. et al. Niclosamide: beyond an antihelminthic drug. Cell Signal 2018;41:89–96. doi: 10.1016/j.cellsig.2017.04.001
  142. Ren X., Duan L., He Q. et al. Identification of niclosamide as a new small-molecule inhibitor of the STAT3 signaling pathway. ACS Med Chem Lett 2010;1(9):454–9. doi: 10.1021/ml100146z
  143. Wang Y.-C., Chao T.-K., Chang C.-C. et al. Drug screening identifies niclosamide as an inhibitor of breast cancer stem-like cells. PLoS One 2013;8(9):e74538. doi: 10.1371/journal.pone.0074538
  144. Lu W., Lin C., Roberts M.J. et al. Niclosamide suppresses cancer cell growth by inducing Wnt co-receptor LRP6 degradation and inhibiting the Wnt/β-catenin pathway. PLoS One 2011;6(12): e29290. doi: 10.1371/journal.pone.0029290
  145. Fonseca B.D., Diering G.H., Bidinosti M.A. et al. Structure-activity analysis of niclosamide reveals potential role for cytoplasmic pH in control of mammalian target of rapamycin complex 1(mTORC1) signaling. J Biol Chem 2012;287(21):17530–45. doi: 10.1074/jbc.M112.359638
  146. Liu J., Chen X., Ward T. et al. Combined niclosamide with cisplatin inhibits epithelial-mesenchymal transition and tumor growth in cisplatin-resistant triple-negative breast cancer. Tumour Biol 2016;37(7):9825–35. doi: 10.1007/s13277-015-4650-1
  147. Don-Doncow N., Escobar Z., Johansson M. et al. Galiellalactone is a direct inhibitor of the transcription factor STAT3 in prostate cancer cells. J Biol Chem 2014;289(23):15969–78. doi: 10.1074/jbc.M114.564252
  148. Kim H.S., Kim T., Ko H. et al. Identification of galiellalactone-based novel STAT3-selective inhibitors with cytotoxic activities against triple-negative breast cancer cell lines. Bioorg Med Chem 2017;25(19):5032–40. doi: 10.1016/j.bmc.2017.06.036
  149. Yu X.-Q., Shang X.-Y., Huang X.-X. et al. Brusatol: a potential anti-tumor quassinoid from Brucea javanica. Chin Herb Med 2020;12(4):359–66. doi: 10.1016/j.chmed.2020.05.007
  150. Ren D., Villeneuve N.F., Jiang T. et al. Brusatol enhances the efficacy of chemotherapy by inhibiting the Nrf2-mediated defense mechanism. Proc Natl Acad Sci USA 2011;108(4):1433–8. doi: 10.1073/pnas.1014275108
  151. Xie J., Lai Z., Zheng X. et al. Apoptotic activities of brusatol in human non-small cell lung cancer cells: involvement of ROS-mediated mitochondrial-dependent pathway and inhibition of Nrf2-mediated antioxidant response. Toxicology 2021;451:152680. doi: 10.1016/j.tox.2021.152680
  152. Xiang Y., Ye W., Huang C. et al. Brusatol enhances the chemotherapy efficacy of gemcitabine in pancreatic cancer via the Nrf2 signalling pathway. Oxid Med Cell Longev 2018;2018(1):2360427. doi: 10.1155/2018/2360427
  153. Qi S., Li D., Deng F. et al. Brusatol modulates the Nrf2/GCLC pathway to enhance ferroptosis in the treatment of oral squamous cell carcinoma. Eur J Pharmacol 2025:177935. doi: 10.1016/j.ejphar.2025.177935
  154. Zhang J., Xu H.-X., Zhu J.-Q. et al. Natural Nrf2 inhibitors: a review of their potential for cancer treatment. Int J Biol Sci 2023;19(10):3029. doi: 10.7150/ijbs.82401
  155. Wang H.F., Zhao Z.L. Triptolide inhibits proliferation and invasion of colorectal cancer cells by blocking Nrf2 expression. Chem Biol Drug Des 2024;103(1):e14410. doi: 10.1111/cbdd.14410
  156. Nam L.B., Choi W.J., Keum Y.-S. Triptolide downregulates the expression of NRF2 target genes by increasing cytoplasmic localization of NRF2 in A549 cells. Front Pharmacol 2021;12:680167. doi: 10.3389/fphar.2021.680167
  157. Yang J., Tang X., Ke X. et al. Triptolide suppresses NF-κB-mediated inflammatory responses and activates expression of Nrf2-mediated antioxidant genes to alleviate caerulein-induced acute pancreatitis. Int J Mol Sci 2022;23(3):1252. doi: 10.3390/ijms23031252
  158. Singh A., Venkannagari S., Oh K.H. et al. Small molecule inhibitor of NRF2 selectively intervenes therapeutic resistance in KEAP1-deficient NSCLC tumors. ACS Chem Biol 2016;11(11):3214–25. doi: 10.1021/acschembio.6b00651
  159. Jeong E.-J., Choi J.J., Lee S.Y. et al. The effects of ML385 on head and neck squamous cell carcinoma: implications for NRF2 inhibition as a therapeutic strategy. Int J Mol Sci 2024;25(13):7011. doi: 10.3390/ijms25137011
  160. Yang H., Zheng W., Lin H. et al. ML385 Suppresses hypoxia-induced drug resistance and cancer stemness of breast cancer cells by blocking the Nrf2/HO-1 pathway. Pharm Chem J 2025:1–8. doi: 10.1007/s11094-025-03301-7
  161. Schenk T., Stengel S., Zelent A. Unlocking the potential of retinoic acid in anticancer therapy. Br J Cancer 2014;111(11):2039–45. doi: 10.1038/bjc.2014.412
  162. Lu C.S., Shieh G.S., Wang C.T. et al. Chemotherapeutics-induced Oct4 expression contributes to drug resistance and tumor recurrence in bladder cancer. Oncotarget 2017;8(19):30844–58. doi: 10.18632/oncotarget.9602
  163. Jung J., Kim Y., Song J. et al. KRIBB53 binds to OCT4 and enhances its degradation through the proteasome, causing apoptotic cell death of OCT4-positive testicular germ cell tumors. Carcinogenesis 2018;39(6):838–49. doi: 10.1093/carcin/bgy054
  164. Cheng J., Li W., Kang B. et al. Tryptophan derivatives regulate the transcription of Oct4 in stem-like cancer cells. Nat Commun 2015;6(1):7209. doi: 10.1038/ncomms8209
  165. Zhang S., Xiong X., Sun Y. Functional characterization of SOX2 as an anticancer target. Signal Transduct Target Ther 2020;5(1):135. doi: 10.1038/s41392-020-00242-3
  166. Stolzenburg S., Rots M.G., Beltran A.S. et al. Targeted silencing of the oncogenic transcription factor SOX2 in breast cancer. Nucleic Acids Res 2012;40(14):6725–40. doi: 10.1093/nar/gks360
  167. Liu K., Xie F., Zhao T. et al. Targeting SOX2 protein with peptide aptamers for therapeutic gains against esophageal squamous cell carcinoma. Mol Ther 2020;28(3):901–13. doi: 10.1016/j.ymthe.2020.01.012
  168. Taniguchi J., Pandian G.N., Hidaka T. et al. A synthetic DNA-binding inhibitor of SOX2 guides human induced pluripotent stem cells to differentiate into mesoderm. Nucleic Acids Res 2017;45(16): 9219–28. doi: 10.1093/nar/gkx693
  169. Liao W.-Y., Liaw C.-C., Huang Y.-C. et al. Cyclohexylmethyl flavonoids suppress propagation of breast cancer stem cells via downregulation of NANOG. Evid Based Complement Alternat Med 2013;2013(1):170261. doi: 10.1155/2013/170261
  170. Kallas A., Pook M., Maimets M. et al. Nocodazole treatment decreases expression of pluripotency markers Nanog and Oct4 in human embryonic stem cells. PLoS One 2011;6(4):e19114. doi: 10.1371/journal.pone.0019114

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
Download
2. Fig. 1. Interplay and biological effects of hyperactivation of signaling pathways rearrangement of which promotes resistance of tumor cells to hypoxia. ROS – reactive oxygen species; EMT – epithelial-mesenchymal transition; NRF2 – nuclear factor erythroid 2-related factor 2; HIF-1α – hypoxia-inducible factor 1α

Download (888KB)
Indexing metadata

Copyright (c) 2025 Andreeva O.E., Mikhaevich E.I., Krasil’nikov M.A.

Creative Commons License
This work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.
СМИ зарегистрировано Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор).
Регистрационный номер и дата принятия решения о регистрации СМИ: серия ПИ № ФС 77 - 57560 от  08.04.2014.