Профиль экспрессии микроРНК в изолированных циркулирующих опухолевых клетках при колоректальном раке

Введение. Колоректальный рак – часто диагностируемое заболевание, занимающее 3-е место среди онкологических заболеваний как по частоте встречаемости, так и по смертности. Сегодня внимание исследователей сосредоточено на разработке более доступных и надежных биомаркеров колоректального рака для преодоления ограничений в диагностике и прогнозе течения данной патологии.

Цель исследования – изучение особенностей экспрессии микроРНК в циркулирующих опухолевых клетках (ЦОК) пациентов с колоректальным раком.

Материалы и методы. В исследование включены образцы крови от 299 больных раком ободочной кишки II (T3–4N0M0), III (T1–4N1–2M0) и IV (T1–4N0–2M1) стадий. Циркулирующие опухолевые клетки были отобраны с помощью системы детекции маркера EpCAM. Методом полимеразной цепной реакции исследована относительная экспрессия микроРНК hsa-let-7i-5p, hsa-miR-126-5p, hsa-miR-143-3p, hsa-miR-21-5p, hsa-miR-25-3p, hsa-miR-26a-5p, hsa-miR-92a-3p в ЦОК.

Результаты. Положительный статус ЦОК выявлен у 188 (62,9 %) из 299 больных, отрицательный – у 111 (37,1 %). В группе больных с опухолями pT1–2 преобладали пациенты, у которых не были обнаружены ЦОК (53,3 %). У остальных пациентов с заболеванием pT1–2 ЦОК оказалось в 1,2 и 4,4 раза меньше, чем у пациентов с заболеванием pT3 и pT4 соответственно. При pT4 1–3 ЦОК встречались в 2,7 и 1,7 раза, а 3 ЦОК – в 1,4 раза чаще по сравнению с pT1–2 и pT3 соответственно (p ≤0,05). Наличие метастатического поражения в 2,1 раза повышает вероятность выявления ЦОК: при метастазах >3 ЦОК обнаруживаются в 60,1 раза чаще, чем при M0 (p ≤0,05). Экспрессия микроРНК hsa-miR-143-3p и hsa-miR-26a-5p в ЦОК у пациентов с колоректальным раком III стадии была ниже, чем у пациентов с заболеванием II стадии, в 2,5 и 5 раз (p <0,05) соответственно, а экспрессия hsa-miR-21-5p и hsa-miR-92a-3p – выше в 3,2 и 3 раза (p <0,05) соответственно. В ЦОК больных колоректальным раком IV стадии уровень относительной экспрессии hsa-miR-143-3p и hsa-miR-26a-5p оказался ниже в 4,6 и 5,3 раза соответственно (p <0,05) по сравнению с уровнем экспрессии при заболевании II стадии, а уровень экспрессии hsa-miR-126-5p, hsa-miR-21-5p, hsa-miR25-3p и hsa-miR-92a-3p – выше в 2,6; 4,6; 2,6 и 5,0 раз соответственно (p <0,05) (результаты статистически значимы).

Заключение. Уровень экспрессии микроРНК в ЦОК может быть использован для дифференциальной диагностики наличия регионарных и отдаленных метастазов.

1. Bray F., Ferlay J., Soerjomataram I. et al. Global cancer statistics 2018: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries. Cancer J Clin 2018;68(6):394–424. DOI: g/10.3322/caac.21492

2. Siegel R.L., Torre L.A., Soerjomataram I. et al. Global patterns and trends in colorectal cancer incidence in young adults. Gut 2019;68(12):2179–85. DOI: 10.1136/gutjnl-2019-319511

3. Lee J.K., Liles E.G., Bent S. et al. Accuracy of fecal immunochemical tests for colorectal cancer: systematic review and meta-analysis. Ann Intern Med 2014;160(3):171–81. DOI: 10.7326/M13-1484

4. Bray C., Bell L.N., Liang H. et al. Colorectal cancer screening. WMJ 2017;116(1):27–33. 5. Gerlinger M., Rowan A.J., Horswell S. et al. Intratumor heterogeneity and branched evolution revealed by multiregion sequencing. N Engl J Med 2012;366:883–92. DOI: 10.1056/NEJMoa1113205

5. Brown S.R., Hicks T.C., Whitlow C.B. Diagnostic and therapeutic colonoscopy. Shackelford’s Surg Alimentary Tract 2019;2:1689–99. DOI: 10.1016/B978-0-323-40232-3.00145-X

6. Nagata K., Takabayashi K., Yasuda T. et al. Adverse events during CT colonography for screening, diagnosis and preoperative staging of colorectal cancer: a Japanese national survey. Eur Radiol 2017;27(12):4970–8. DOI: 10.1007/s00330-017-4920-y

7. Siravegna G., Marsoni S., Siena S. et al. Integrating liquid biopsies into the management of cancer. Nat Rev Clin Oncol 2017;14(9):531–48. DOI: 10.1038/nrclinonc.2017.14

8. Ashworth T.R. A case of cancer in which cells similar to those in the tumours were seen in the blood after death. Aust Med J 1869;14:146.

9. Millner L.M., Linder M.W., Valdes R. Circulating tumor cells: a review of present methods and the need to identify heterogeneous phenotypes. Ann Clin Lab Sci 2013;43(3):295–304.

10. Кит О.И., Колесников В.Е., Толмах Р.Е. и др. Циркулирующие опухолевые клетки и их связь с клинико-морфологическими характеристиками колоректального рака. Казанский медицинский журнал 2018;99 (1):5–9. DOI: 10.17816/KMJ2018-005

11. Mélin C., Perraud A., Christou N. et al. New ex-ovo colorectalcancer models from different SdFFF-sorted tumor-initiating cells. Anal Bioanal Chem 2015;407(28):8433–43. DOI: 10.1007/s00216-015-9029-z

12. Christou N., Perraud A., Blondy S. et al. The extracellular domain of E cadherin linked to invasiveness in colorectal cancer: a new resistance and relapses monitoring serum-bio marker? J Cancer Res Clin Oncol 2017;143(7):1177–90. DOI: 10.1007/s00432-017-2382-x

13. Christou N., Perraud A., Blondy S. et al. E-cadherin: a potential biomarker of colorectal cancer prognosis. Oncol Lett 2017;13(6):4571–6. DOI: 10.3892/ol.2017.6063

14. Jaiswal S., Jamieson C.H., Pang W.W. et al. CD47 is upregulated on circulating hematopoietic stem cells and leukemia cells to avoid phagocytosis. Cell 2009;138(2):271–85. DOI: 10.1016/j.cell.2009.05.046

15. TNM classification of malignant tumours. Ed. by J.D. Brierley, M.K. Gospodarowicz, C. Wittekind. John Wiley & Sons, 2017.

16. Balcells I., Cirera S., Busk P.K. Specific and sensitive quantitative RT-PCR of miRNAs with DNA primers. BMC Biotechnol 2011;11(1):1–11. DOI: 10.1186/1472-6750-11-70

17. Jones E., Oliphant T., Peterson P. SciPy: open source scientific tools for Python. 2001. Available at: https://www.researchgate.net/publication/213877848_SciPy_Open_Source_Scientific_Tools_for_Python

18. Новикова И.А., Тимошкина Н.Н., Кутилин Д.С. Дифференциальная экспрессия микроРНК в опухолевых и нормальных тканях толстой кишки. Якутский медицинский журнал 2020;4:74–82. DOI: 10.25789/YMJ.2020.72.

19. Coumans F.A., Siesling S., Terstappen L.W. Detection of cancer before distant metastasis. BMC Cancer 2013;13(1):1–12. DOI: 10.1186/1471-2407-13-283

20. Dong Y., Skelley A.M., Merdek K.D. et al. Microfluidics and circulating tumor cells. J Mol Diagn 2013;15(2):149–57. DOI: 10.1016/j.jmoldx.2012.09.004

21. Кит О.И., Дженкова Е.А., Мирзоян Э.А. и др. Молекулярногенетическая классификация подтипов колоректального рака: современное состояние проблемы. Южно-российский онкологический журнал 2021;2(2):50–6. DOI: 0.37748/2686-9039-2021-2-2-6

22. Mostert B., Sieuwerts A.M., Martens J.W. et al. Diagnostic applications of cell-free and circulating tumor cell-associated miRNAs in cancer patients. Exp Rev Mol Diagn 2011;11(3):259– 75. DOI: 10.1586/erm.11.11

23. Chen B., Deng Y.N., Wang X. miR-26a enhances colorectal cancer cell growth by targeting RREB1 deacetylation to activate AKTmediated glycolysis. Cancer Lett 2021;521:1–13. DOI: 10.1016/j.canlet.2021.08.017

24. Li Y., Sun Z., Liu B. et al. Tumor-suppressive miR-26a and miR-26b inhibit cell aggressiveness by regulating FUT4 in colorectal cancer. Cell Death Dis 2017;8(6):e2892. DOI: 10.1038/cddis.2017.281

25. Wang Z., Wang Z., Liu J. et al. Long non-coding RNA SNHG5 sponges miR-26a to promote the tumorigenesis of osteosarcoma by targeting ROCK1. Biomed Pharmacother 2018;107:598–605. DOI: 10.1016/j.biopha.2018.08.025

26. Li H.H., Wang J.D., Wang W. et al. Effect of miR-26a-5p on gastric cancer cell proliferation, migration and invasion by targeting COL10A1. Eur Rev Med Pharmacol Sci 2020;24(3):1186–94. DOI: 10.26355/eurrev_202002_20170

27. Zhong Y., Li L., Chen Z. et al. MiR143 inhibits steroidogenesis and induces apoptosis repressed by H3K27me3 in granulosa cells. Front Cell Dev Biol 2020;8:565261. DOI: 10.3389/fcell.2020.565261

28. Zhu Q., Wang Z., Hu Y. et al. miR-21 promotes migration and invasion by the miR-21-PDCD4-AP-1 feedback loop in human hepatocellular carcinoma. Oncol Rep 2012;27(5):1660–8. DOI: 10.3892/or.2012.1682

29. Tsukita S., Oishi K., Sato N. et al. ERM family members as molecular linkers between the cell surface glycoprotein CD44 and actin-based cytoskeletons. J Cell Biol 1994;126(2):391–401. DOI: 10.1083/jcb.126.2.391

30. Yan L., Cao R., Liu Y. et al. MiR-21-5p links epithelial-mesenchymal transition phenotype with stem-like cell signatures via AKT signaling in keloid keratinocytes. Sci Rep 2016;6(1):1–11. DOI: 10.1038/srep28281

31. Irani S., Shokri G. The role of miR-143, miR-145, and miR-590 in expression levels of CD44 and vascular endothelial cadherin in oral squamous cell carcinoma. Middle East J Cancer 2019;10(3):194–204