Снижение способности клеток НСТ116 к выходу из стадии индуцированного терапией старения при увеличении длительности воздействия доксорубицином

Введение. Применение химиопрепаратов в низких концентрациях в связи с токсичностью их высоких доз приводит к развитию в опухолевых клетках фенотипа клеточного старения, характеризующегося остановкой прогрессии клеточного цикла и отсутствием деления, а также изменениями в транскрипционном и метаболическом профилях клеток. Негативным последствием этого фенотипа является приобретение отдельными клетками способности к выходу из нее и возврату к повторной пролиферации.

Цель исследования – оценить влияние длительности воздействия химиопрепаратом на способность клеток опухоли НСТ116 к выходу из стадии индуцированного старения.

Материалы и методы. Фенотип старения определяли с помощью анализа изменения активности β-галактозидазы, а также оценки распределения клеток по фазам цикла и уровня белков методом вестерн-блоттинга. Колонии окрашивали кристаллическим фиолетовым.

Результаты. Выявлено, что продолжительность инкубации клеток НСТ116 с низкой дозой доксорубицина влияет на их способность к возврату к повторной пролиферации: увеличение времени инкубации при одинаковой дозе препарата снижает колониеобразование. Длительность воздействия доксорубицином не изменяет процесс формирования фенотипа старения, что было подтверждено нами при анализе различных маркеров данной стадии (изменение активности β-галактозидазы, распределение клеток по фазам цикла, уровни белков р21 и p-γН2АХ). Однако наблюдается замедление развития ответа клеток на повреждения ДНк, вызванные доксорубицином, в клетках, подвергнутых более продолжительной инкубации с ним (повышение активности β-галактозидазы, формирование полиплоидных клеток).

Заключение. Длительность воздействия доксорубицином на клетки рака НСТ116 влияет на долгосрочные последствия, снижая способность «стареющих» клеток к выходу из стадии старения при удлинении времени инкубации с препаратом.

1. Schirrmacher V. From chemotherapy to biological therapy: a review of novel concepts to reduce the side effects of systemic cancer treatment (Review). Int J Oncol 2019;54(2):407–19. DOI: 10.3892/ijo.2018.4661

2. Cockrell C., Axelrod D.E. Optimization of dose schedules for chemotherapy of early colon cancer determined by highperformance computer simulations. Cancer Inform 2019;18:1176935118822804. DOI: 10.1177/1176935118822804

3. De Souza R., Zahedi P., Badame R.M. et al. Chemotherapy dosing schedule influences drug resistance development in ovarian cancer. Mol Cancer Ther 2011;10 (7):1289–99. DOI: 10.1158/1535-7163.MCT-11-0058

4. Zamkova M.A., Persiyantseva N.A., Tatarskiy V.V. et al. Therapyinduced tumor cell senescence: mechanisms and circumvention. Biochemistry (Mosc) 2023;88(1):86–104. DOI: 10.1134/S000629792301008X

5. Yang L., Fang J., Chen J. Tumor cell senescence response produces aggressive variants. Cell Death Discov 2017;3:17049. DOI: 10.1038/cddiscovery.2017.49 Fitsiou E., Soto-Gamez A., Demaria M. Biological functions of therapy-induced senescence in cancer. Semin Cancer Biol 2022; 81:5–13. DOI: 10.1016/j.semcancer.2021.03.021

6. Kumari R., Jat P. Mechanisms of cellular senescence: cell cycle arrest and senescence associated secretory phenotype. Front Cell Dev Biol 2021;9:645593. DOI: 10.3389/fcell.2021.645593

7. Hernandez-Segura A., Nehme J., Demaria M. Hallmarks of сellular senescence. Trends Cell Biol 2018;28 (6):436–53. DOI: 10.1016/j.tcb.2018.02.001

8. El-Far A.H., Darwish N.H.E., Mousa S.A. Senescent colon and breast cancer cells induced by doxorubicin exhibit enhanced sensitivity to curcumin, caffeine, and thymoquinone. Integr Cancer Ther 2020;19:1534735419901160. DOI: 10.1177/1534735419901160

9. Mosieniak G., Sliwinska M.A., Alster O. et al. Polyploidy formation in doxorubicin-treated cancer cells can favor escape from senescence. Neoplasia 2015;17(12):882–93. DOI: 10.1016/j.neo.2015.11.008

10. Bojko A., Staniak K., Czarnecka-Herok J. et al. Improved autophagic flux in escapers from doxorubicin-induced senescence/ polyploidy of breast cancer cells. Int J Mol Sci 2020;21(17). DOI: 10.3390/ijms21176084

11. Pacifico F., Mellone S., D’Incalci M. et al. Trabectedin suppresses escape from therapy-induced senescence in tumor cells by interfering with glutamine metabolism. Biochem Pharmacol 2022;202:115159. DOI: 10.1016/j.bcp.2022.115159

12. Mathur D., Taylor B.P., Chatila W.K. et al. Optimal strategy and benefit of pulsed therapy depend on tumor heterogeneity and aggressiveness at time of treatment initiation. Mol Cancer Ther 2022;21(5):831–43. DOI: 10.1158/1535-7163.MCT-21-0574

13. Borges F.S., Iarosz K.C., Ren H.P. et al. Model for tumour growth with treatment by continuous and pulsed chemotherapy. Biosystems 2014;116:43–8. DOI: 10.1016/j.biosystems.2013.12.001

14. Howard G.R., Jost T.A., Yankeelov T.E. et al. Quantification of long-term doxorubicin response dynamics in breast cancer cell lines to direct treatment schedules. PLoS Comput Biol 2022; 18 (3):e1009104. DOI: 10.1371/journal.pcbi.1009104

15. Wang B., Kohli J., Demaria M. Senescent сells in cancer therapy: friends or foes? Trends Cancer 2020;6(10):838–57. DOI: 10.1016/j.trecan.2020.05.004

16. Kitada K., Pu F., Toi M. Occurrence of senescence-escaping cells in doxorubicin-induced senescence is enhanced by PD0332991, a cyclin-dependent kinase 4/6 inhibitor, in colon cancer HCT116 cells. Oncol Lett 2019;17(1):1153–9. DOI: 10.3892/ol.2018.9657

17. Chang B.D., Swift M.E., Shen M. et al. Molecular determinants of terminal growth arrest induced in tumor cells by a chemotherapeutic agent. Proc Natl Acad Sci USA 2002;99 (1):389–94. DOI: 10.1073/pnas.012602599

18. Cahu J., Sola B. A sensitive method to quantify senescent cancer cells. J Vis Exp 2013;78:50494. DOI: 10.3791/50494

19. Ewald J.A., Desotelle J.A., Wilding G. et al. Therapy-induced senescence in cancer. J Natl Cancer Inst 2010;102 (20):1536–46. DOI: 10.1093/jnci/djq364

20. Myohanen S.K., Baylin S.B., Herman J.G. Hypermethylation can selectively silence individual p16ink4A alleles in neoplasia. Cancer Res 1998;58(4):591–3.

21. Gruosso T., Mieulet V., Cardon M. et al. Chronic oxidative stress promotes H2AX protein degradation and enhances chemosensitivity in breast cancer patients. EMBO Mol Med 2016;8(5):527–49. DOI: 10.15252/emmm.201505891

22. Kikuchi I., Nakayama Y., Morinaga T. et al. A decrease in cyclin B1 levels leads to polyploidization in DNA damage-induced senescence. Cell Biol Int 2010;34(6):645–53. DOI: 10.1042/CBI20090398

23. Saleh T., Tyutyunyk-Massey L., Gewirtz D.A. Tumor cell escape from therapy-induced senescence as a model of disease recurrence after dormancy. Cancer Res 2019;79(6):1044–6. DOI: 10.1158/0008-5472.CAN-18-3437

24. Afifi M.M., Crncec A., Cornwell J.A. et al. Irreversible cell cycle exit associated with senescence is mediated by constitutive MYC degradation. Cell Rep 2023;42(9):113079. DOI: 10.1016/j.celrep.2023.113079

25. Lupertz R., Watjen W., Kahl R. et al. Dose- and time-dependent effects of doxorubicin on cytotoxicity, cell cycle and apoptotic cell death in human colon cancer cells. Toxicology 2010;271(3):115–21. DOI: 10.1016/j.tox.2010.03.012

26. Anatskaya O.V., Vinogradov A.E. Polyploidy and myc protooncogenes promote stress adaptation via epigenetic plasticity and gene regulatory network rewiring. Int J Mol Sci 2022;23(17):9691. DOI: 10.3390/ijms23179691

27. Meierjohann S. Effect of stress-induced polyploidy on melanoma reprogramming and therapy resistance. Semin Cancer Biol 2022;81:232–40. DOI: 10.1016/j.semcancer.2021.02.005

28. Puig P.E., Guilly M.N., Bouchot A. et al. Tumor cells can escape DNA-damaging cisplatin through DNA endoreduplication and reversible polyploidy. Cell Biol Int 2008;32(9):1031–43. DOI: 10.1016/j.cellbi.2008.04.021

29. Sikora E., Czarnecka-Herok J., Bojko A. et al. Therapy-induced polyploidization and senescence: coincidence or interconnection? Semin Cancer Biol 2022;81:83–95. DOI: 10.1016/j.semcancer.2020.11.015