Гипометилирование LINE-1 и гиперметилирование HIST1H4F как онкомаркеры в жидкостной биопсии колоректального рака
https://doi.org/10.17650/2313-805X-2024-11-2-85-96
Аннотация
Введение. Локальное гиперметилирование промоторов уникальных генов и глобальное гипометилирование генома – хорошо известные проявления ассоциированного с канцерогенезом аберрантного метилирования. Мы исследовали этот феномен в качестве возможного диагностического маркера для жидкостной биопсии колоректального
рака, используя оригинальный метод количественного анализа плавления гибридов ДНК-зонд (quantitative DNA melting analysis with hybridization probes, qDMA-HP).
Цель исследования – количественная оценка метилирования гена HIST1H4F и транспозона LINE-1 в циркулирующей ДНК плазмы крови больных колоректальным раком.
Материалы и методы. Проанализированы обработанные бисульфитом образцы ДНК, выделенные из плазмы крови здоровых доноров и онкологических больных. Метилирование HIST1H4F оценивали с помощью асимметричной полимеразной цепной реакции с гибридизуемым зондом и плавлением гибридов ампликон / зонд после завершения амплификации. Для тестирования многократно повторяющихся и характеризующихся выраженным полиморфизмом
последовательностей LINE-1 использовали асимметричную полимеразную цепную реакцию с гибридизуемым зондом и интеркалирующим красителем SYBR Green, после чего плавили гибриды и анализировали многокомпонентные профили плавления.
Результаты. Показана высокая диагностическая эффективность панели маркеров LINE-1 и HIST1H4F в жидкостной биопсии колоректального рака: площадь под ROC-кривой 0,92; чувствительность 100 %; специфичность 84 %. Перекрестная валидизация подтверждает этот результат. Гиперметилирование HIST1H4F и гипометилирование LINE-1
статистически значимо коррелируют (коэффициент корреляции Спирмена r = 0,4; p = 0,01).
Заключение. Метод qDMA-HP можно использовать для количественной оценки аберрантного метилирования клинически значимых генов.
Ключевые слова
Об авторах
В. Н. КондратоваРоссия
115522; Каширское шоссе, 24; Москва
И. В. Ботезату
Россия
115522; Каширское шоссе, 24; Москва
А. М. Строганова
Россия
115522; Каширское шоссе, 24; Москва
С. Л. Дранко
Россия
115522; Каширское шоссе, 24; Москва
A. В. Лихтенштейн
Россия
Анатолий Владимирович Лихтенштейн
115522; Каширское шоссе, 24; Москва
Список литературы
1. Costello J.F., Fruhwald M.C., Smiraglia D.J. et al. Aberrant CpG-island methylation has non-random and tumour-type-specific patterns. Nat Genet 2000;24(2):132–8. DOI: 10.1038/72785
2. Chalitchagorn K., Shuangshoti S., Hourpai N. et al. Distinctive pattern of LINE-1 methylation level in normal tissues and the association with carcinogenesis. Oncogene 2004;23(54):8841–6. DOI: 10.1038/sj.onc.1208137
3. Лихтенштейн А.В., Киселева Н.П. Метилирование ДНК и канцерогенез. Биохимия 2001;66(3):235–55. DOI: 10.1023/a:1010249510906
4. Залетаев Д.В., Немцова М.В., Бочков Н.П. Метилирование ДНК как этиологический фактор канцерогенеза. Вестник Российской академии медицинских наук 2002;6–11.
5. Robertson K.D. DNA methylation and human disease. Nat Rev Genet 2005;6(8):597–610. DOI: 10.1038/nrg1655
6. Ross J.P., Rand K.N., Molloy P.L. Hypomethylation of repeated DNA sequences in cancer. Epigenomics 2010;2(2):245–69. DOI: 10.2217/epi.10.2
7. Немцова М.В., Михайленко Д.С., Кузнецова Е.Б. и др. Инактивация эпигенетических регуляторов вследствие мутаций в солидных опухолях. Биохимия 2020;85(7):735–48. DOI: 10.1134/S0006297920070020
8. Estecio M.R., Gharibyan V., Shen L. et al. LINE-1 hypomethylation in cancer is highly variable and inversely correlated with microsatellite instability. PLoS One 2007;2(5):e399. DOI: 10.1371/journal.pone.0000399
9. Ohno S. So much “junk” DNA in our genome. Brookhaven Symp Biol 1972;23:366–70.
10. Fedoroff N.V. Transposable elements, epigenetics, and genome evolution. Science 2012;338(6108):758–67. DOI: 10.1126/science.338.6108.758
11. Ponomaryova A.A., Rykova E.Y., Gervas P.A. et al. Aberrant methylation of LINE-1 transposable elements: a search for cancer biomarkers. Cells 2020;9(9):2017. DOI: 10.3390/cells9092017
12. Cajuso T., Sulo P., Tanskanen T. et al. Retrotransposon insertions can initiate colorectal cancer and are associated with poor survival. Nat Commun 2019;10:4022. DOI: 10.1038/s41467-019-11770-0
13. Rodriguez-Martin B., Alvarez E.G., Baez-Ortega A. et al. Pancancer analysis of whole genomes identifies driver rearrangements promoted by LINE-1 retrotransposition. Nat Genet 2020;52(3):306–19. DOI: 10.1038/s41588-019-0562-0
14. Bouras E., Karakioulaki M., Bougioukas K.I. et al. Gene promoter methylation and cancer: an umbrella review. Gene 2019;710:333–40. DOI: 10.1016/j.gene.2019.06.023
15. Markou A., Londra D., Tserpeli V. et al. DNA methylation analysis of tumor suppressor genes in liquid biopsy components of early stage NSCLC: a promising tool for early detection. Clin Epigenetics 2022;14(1):61. DOI: 10.1186/s13148-022-01283-x
16. Yang J., Wang Q., Zhang Z.Y. et al. DNA methylation-based epigenetic signatures predict somatic genomic alterations in gliomas. Nat Commun 2022;13:4410. DOI: 10.1038/s41467-022-31827-x
17. Yang X., Wen X., Guo Q. et al. Predicting disease-free survival in colorectal cancer by circulating tumor DNA methylation markers. Clin Epigenetics 2022;14:160. DOI: 10.1186/s13148-022-01383-8
18. Weisenberger D.J., Campan M., Long T.I. et al. Analysis of repetitive element DNA methylation by MethyLight. Nucleic Acids Res 2005;33(21):6823–36. DOI: 10.1093/nar/gki987
19. Piskareva O., Lackington W., Lemass D. et al. The human L1 element: a potential biomarker in cancer prognosis, current status and future directions. Curr Mol Med 2011;11(4):286–303. DOI: 10.2174/156652411795677954
20. Kitkumthorn N., Mutirangura A. Long interspersed nuclear element-1 hypomethylation in cancer: biology and clinical applications. Clin Epigenetics 2011;2(2):315–30. DOI: 10.1007/s13148-011-0032-8
21. Nagai Y., Sunami E., Yamamoto Y. et al. LINE-1 hypomethylation status of circulating cell-free DNA in plasma as a biomarker for colorectal cancer. Oncotarget 2017;8(7):11906–16. DOI: 10.18632/oncotarget.14439
22. Gainetdinov I.V., Kapitskaya K.Y., Rykova E.Y. et al. Hypomethylation of human-specific family of LINE-1 retrotransposons in circulating DNA of lung cancer patients. Lung Cancer 2016;99:127–30. DOI: 10.1016/j.lungcan.2016.07.005
23. Liu Z.J., Huang Y., Wei L. et al. Combination of LINE-1 hypomethylation and RASSF1A promoter hypermethylation in serum DNA is a non-invasion prognostic biomarker for early recurrence of hepatocellular carcinoma after curative resection. Neoplasma 2017;64(5):795–802. DOI: 10.4149/neo_2017_519
24. Serrano M.J., Garrido-Navas M.C., Diaz Mochon J.J. et al. Precision prevention and cancer interception: the new challenges of liquid biopsy. Cancer Discov 2020;10(11):1635. DOI: 10.1158/2159-8290.CD-20-0466
25. Cescon D.W., Bratman S.V., Chan S.M. et al. Circulating tumor DNA and liquid biopsy in oncology. Nat Cancer 2020;1(3):276–90. DOI: 10.1038/s43018-020-0043-5
26. Nassar F.J., Msheik Z.S., Nasr R.R. et al. Methylated circulating tumor DNA as a biomarker for colorectal cancer diagnosis, prognosis, and prediction. Clin Epigenetics 2021;13(1):111. DOI: 10.1186/s13148-021-01095-5
27. Ponomaryova A.A., Rykova E.Y., Azhikina T.L. et al. Long interspersed nuclear element-1 methylation status in the circulating DNA from blood of patients with malignant and chronic inflammatory lung diseases. Eur J Cancer Prevent 2021;30(2):127–31. DOI: 10.1097/CEJ.0000000000000601
28. Quillien V., Lavenu A., Karayan-Tapon L. et al. Comparative assessment of 5 methods (methylation-specific polymerase chain reaction, MethyLight, pyrosequencing, methylation-sensitive high-resolution melting, and immunohistochemistry) to analyze O6-methylguanine-DNA-methyltranferase in a series of 100 glioblastoma patients. Cancer 2012;118(17):4201–11. DOI: 10.1002/cncr.27392
29. Livak K.J., Schmittgen T.D. Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2–ΔΔCT method. Methods 2001;25(4):402–8. DOI: 10.1006/meth.2001.1262
30. de Vos L., Gevensleben H., Schrock A. et al. Comparison of quantification algorithms for circulating cell-free DNA methylation biomarkers in blood plasma from cancer patients. Clin Epigenetics 2017;9:125. DOI: 10.1186/s13148-017-0425-4
31. Dietrich D., Hasinger O., Liebenberg V. et al. DNA methylation of the homeobox genes PITX2 and SHOX2 predicts outcome in non-small-cell lung cancer patients. Diagn Mol Pathol 2012;21(2):93–104. DOI: 10.1097/PDM.0b013e318240503b
32. Dietrich D., Hasinger O., Banez L.L. et al. Development and clinical validation of a real-time PCR assay for PITX2 DNA methylation to predict prostate-specific antigen recurrence in prostate cancer patients following radical prostatectomy. J Mol Diagn 2013;15(2):270–9. DOI: 10.1016/j.jmoldx.2012.11.002
33. Dietrich D., Jung M., Puetzer S. et al. Diagnostic and prognostic value of SHOX2 and SEPT9 DNA methylation and cytology in benign, paramalignant and malignant pleural effusions. PLoS One 2013;8(12):e84225. DOI: 10.1371/journal.pone.0084225
34. Grutzmann R., Molnar B., Pilarsky C. et al. Sensitive detection of colorectal cancer in peripheral blood by septin 9 DNA methylation assay. PLoS One 2008;3(11):e3759. DOI: 10.1371/journal.pone.0003759
35. Warnecke P.M., Stirzaker C., Melki J.R. et al. Detection and measurement of PCR bias in quantitative methylation analysis of bisulphite-treated DNA. Nucleic Acids Res 1997;25(21):4422–6. DOI: 10.1093/nar/25.21.4422
36. Korshunova Y., Maloney R.K., Lakey N. et al. Massively parallel bisulphite pyrosequencing reveals the molecular complexity of breast cancer-associated cytosine-methylation patterns obtained from tissue and serum DNA. Genome Res 2008;18(1):19–29. DOI: 10.1101/gr.6883307
37. Egger G., Wielscher M., Pulverer W. et al. DNA methylation testing and marker validation using PCR: diagnostic applications. Exp Rev Mol Diagn 2012;12(1):75–92. DOI: 10.1586/erm.11.90
38. Pharo H.D., Andresen K., Berg K.C.G. et al. A robust internal control for high-precision DNA methylation analyses by droplet digital PCR. Clin Epigenetics 2018;10:24. DOI: 10.1186/s13148-018-0456-5
39. Botezatu I.V., Kondratova V.N., Shelepov V.P. et al. Asymmetric mutant-enriched polymerase chain reaction and quantitative DNA melting analysis of KRAS mutation in colorectal cancer. Anal Biochem 2020;590:1–9. DOI: 10.1016/j.ab.2019.113517
40. Kondratova V.N., Botezatu I.V., Shelepov V.P. et al. SLAM-MS: mutation scanning of stem-loop amplicons with TaqMan probes by quantitative DNA melting analysis. Sci Rep 2020;10(1):5476. DOI: 10.1038/s41598-020-62173-x
41. Bustin S.A., Benes V., Garson J.A. et al. The MIQE guidelines: minimum information for publication of quantitative real-time PCR experiments. Clin Chem 2009;55(4):611–22. DOI: 10.1373/clinchem.2008.112797
42. Ботезату И.В., Кондратова В.Н., Строганова А.М. и др. Жидкостная биопсия колоректального рака: новый подход к оценке аберрантного метилирования гена SEPT9. Успехи молекулярной онкологии 2021;8(4):53–60. URL: https://umo.abvpress.ru/jour/article/view/389
43. Botezatu I.V., Kondratova V.N., Stroganova A.M. et al. Aberrant methylation scanning by quantitative DNA melting analysis with hybridization probes as exemplified by liquid biopsy of SEPT9 and HIST1H4F in colorectal cancer. Clinica Chimica Acta 2023;551:117591. DOI: 10.1016/j.cca.2023.117591
44. Dong S.H., Li W., Wang L. et al. Histone-related genes are hypermethylated in lung cancer and hypermethylated HIST1H4F could serve as a pan-cancer biomarker. Cancer Res 2019;79(24):6101–12. DOI: 10.1158/0008-5472.CAN-19-1019
45. Mazzara S., Rossi R.L., Grifantini R. et al. CombiROC: an interactive web tool for selecting accurate marker combinations of omics data. Sci Rep 2017;7:45477. DOI: 10.1038/srep45477
46. Budczies J., Klauschen F., Sinn B.V. et al. Cutoff finder: a comprehensive and straightforward web application enabling rapid biomarker cutoff optimization. PLoS One 2012;7(12):e51862. DOI: 10.1371/journal.pone.0051862
47. Huang Q., Liu Z., Liao Y. et al. Multiplex fluorescence melting curve analysis for mutation detection with dual-labeled, self-quenched probes. PLoS One 2011;6(4):e19206. DOI: 10.1371/journal.pone.0019206
48. Wittwer C.T. High-resolution DNA melting analysis: advancements and limitations. Hum Mutat 2009;30(6):857–9. DOI: 10.1002/humu.20951
49. Erali M., Wittwer C.T. High resolution melting analysis for gene scanning. Methods 2010;50(4):250–61. DOI: 10.1016/j.ymeth.2010.01.013
50. Tse M.Y., Ashbury J.E., Zwingerman N. et al. A refined, rapid and reproducible high resolution melt (HRM)-based method suitable for quantification of global LINE-1 repetitive element methylation. BMC Res Notes 2011;4:565. DOI: 10.1186/1756-0500-4-565
51. Stanzer S., Balic M., Strutz J. et al. Rapid and reliable detection of LINE-1 hypomethylation using high-resolution melting analysis. Clin Biochem 2010;43(18):1443–8. DOI: 10.1016/j.clinbiochem.2010.09.013
52. Armbruster D.A., Pry T. Limit of blank, limit of detection and limit of quantitation. Clin Biochem Rev 2008;29(Suppl. 1):S49–52.
53. Antelo M., Balaguer F., Shia J. et al. A high degree of LINE-1 hypomethylation is a unique feature of early-onset colorectal cancer. PLoS One 2012;7(9):e45357. DOI: 10.1371/journal.pone.0045357
54. Akimoto N., Zhao M., Ugai T. et al. Tumor long interspersed nucleotide element-1 (LINE-1) hypomethylation in relation to age of colorectal cancer diagnosis and prognosis. Cancers 2021;13(9):2016. DOI: 10.3390/cancers13092016
55. Debernardi C., Libera L., Berrino E. et al. Evaluation of global and intragenic hypomethylation in colorectal adenomas improves patient stratification and colorectal cancer risk prediction. Clin Epigenetics 2021;13(1):154. DOI: 10.1186/s13148-021-01135-0
56. Iacopetta B., Grieu F.F., Phillips M.F. et al. Methylation levels of LINE-1 repeats and CpG island loci are inversely related in normal colonic mucosa. Cancer Sci 2007;98(9):1454–60. DOI: 10.1111/j.1349-7006.2007.00548.x
57. Ren J., Cui J.P., Luo M. et al. The prevalence and persistence of aberrant promoter DNA methylation in benzene-exposed Chinese workers. PLoS One 2019;14(8):e0220500. DOI: 10.1371/journal.pone.0220500
58. Sahnane N., Magnoli F., Bernasconi B. et al. Aberrant DNA methylation profiles of inherited and sporadic colorectal cancer. Clin Epigenetics 2015;7:131. DOI: 10.1186/s13148-015-0165-2
59. Stefanoli M., La R.S., Sahnane N. et al. Prognostic relevance of aberrant DNA methylation in g1 and g2 pancreatic neuroendocrine tumors. Neuroendocrinology 2014;100(1)26–34. DOI: 10.1159/000365449
60. Ogino S., Kawasaki T., Nosho K. et al. LINE-1 hypomethylation is inversely associated with microsatellite instability and CpG island methylator phenotype in colorectal cancer. Int J Cancer 2008;122(12):2767–73. DOI: 10.1002/ijc.23470
61. Yang A.S., Estécio M.R.H., Doshi K. et al. A simple method for estimating global DNA methylation using bisulfite PCR of repetitive DNA elements. Nucleic Acids Res 2004;32(3):e38-8. DOI: 10.1093/nar/gnh032
62. Barchitta M., Quattrocchi A., Maugeri A. et al. LINE-1 hypomethylation in blood and tissue samples as an epigenetic marker for cancer risk: A systematic review and meta-analysis. PLoS One 2014;9(10):e109478. DOI: 10.1371/journal.pone.0109478
Рецензия
Для цитирования:
Кондратова В.Н., Ботезату И.В., Строганова А.М., Дранко С.Л., Лихтенштейн A.В. Гипометилирование LINE-1 и гиперметилирование HIST1H4F как онкомаркеры в жидкостной биопсии колоректального рака. Успехи молекулярной онкологии. 2024;11(2):85-96. https://doi.org/10.17650/2313-805X-2024-11-2-85-96
For citation:
Kondratova V.N., Botezatu I.V., Stroganova A.M., Dranko S.L., Lichtenstein A.V. LINE-1 hypomethylation and HIST1H4F hypermethylation as oncomarkers in liquid biopsy of colorectal cancer. Advances in Molecular Oncology. 2024;11(2):85-96. (In Russ.) https://doi.org/10.17650/2313-805X-2024-11-2-85-96